Протеомное профилирование микровезикул клеток естественных киллеров линии NK-92 с помощью MALDI-масс-спектрометрии

Отделяющиеся от плазматической мембраны клетки экстраклеточные везикулы служат транспортерами широкого спектра молекул, среди  которых важное функциональное значение придается  белкам, липидам, нуклеиновым кислотам и сахарам. Цитотоксические белки  естественных киллеров играют  ключевую роль  в осуществлении их цитолитических функций. Одним из важных этапов в понимании дистантной коммуникации клеток и механизмов ее регуляции является определение протеомного состава микровезикул. Целью данного исследования явилось изучение протеомного состава микровезикул, образуемых клетками естественных киллеров линии NK-92. В результате MALDI-TOF-масс-спектрометрического анализа белковых фракций лизата  микровезикул было идентифицировано 986 белков, выполняющих различные функции. С помощью автоматизированных  методов функционального анализа показано, что  наибольшие по  численности группы белков представляют гипотетические белки, белки  c неизвестными функциями, домены. Наиболее представительные группы также образуют регуляторы транскрипции, белки  внутриклеточной сигнализации, регуляторы трансляции,  транскрипции,  процессинга и  утилизации РНК,  рецепторы, регуляторы процессинга и протеолиза белков, ферменты обмена аминокислот, а также  транспортные белки  и регуляторы транспорта. Минорные функциональные группы представлены ферментами обмена витаминов и минерального обмена, мембранными и микродоменобразующими белками, гормонами, регуляторами гемостаза, сенсорных систем, специфическими митохондриальными белками и белками аппарата Гольджи, белками межклеточной сигнализации. Промежуточное положение занимают различные функциональные группы, в том числе  белки  цитоскелета, структурные и моторные белки, белки  центриолей, ионные каналы и их регуляторы, белки  убиквитин-протеасомной системы деградации белков, ферменты обмена липидов, стероидов и жирных кислот, нуклеиновых (азотистых) оснований, углеводов, а также  ферменты энергетического обмена и другие белки-участники промежуточного метаболизма, белки  иммунного ответа  и воспаления, антигены и белки  гистосовместимости, цитокины и факторы роста, регуляторы апоптоза, аутофагоцитоза, эндоцитоза и экзоцитоза, регуляторы клеточного цикла и деления, регуляторы пролиферации, клеточной дифференцировки и морфогенеза, регуляторы клеточной адгезии, метаболизма матрикса и адгезии к нему, ядерные транспортные белки, белки  транспозиции, белки  систем репликации и репарации ДНК, а также  неактивные белки. Полученные данные расширяют имеющиеся представления о дистантной коммуникации клеток и указывают на новые механизмы взаимодействия естественных киллеров и клеток-мишеней.

1. Brittoli A., Fallarini S., Zhang H., Pieters R.J., Lombardi G. “In vitro” studies on galectin-3 in human natural killer cells. Immunol. Lett., 2018, Vol. 194, pp. 4-12.

2. Burbano C., Rojas M., Vasquez G., Castano D. Microparticles that form immune complexes as modulatory structures in autoimmune responses. Mediators Inflamm., 2015, Vol. 2015, 267590. doi: 10.1155/2015/267590.

3. Cepero-Donates Y., Rakotoarivelo V., Mayhue M., Ma A., Chen Y.G., Ramanathan S. Homeostasis of IL-15 dependent lymphocyte subsets in the liver. Cytokine, 2016, Vol. 82, pp. 95-101.

4. Haraszti R.A., Didiot M.C., Sapp E., Leszyk J., Shaffer S.A., Rockwell H.E., Gao F., Narain N.R., DiFiglia M., Kiebish M.A., Aronin N., Khvorova A. High-resolution proteomic and lipidomic analysis of exosomes and microvesicles from different cell sources. J. Extracell. Vesicles, 2016, Vol. 5, no. 1, 32570. doi: 10.3402/jev.v5.32570.

5. Holt D., Ma X., Kundu N., Fulton A. Prostaglandin E(2) (PGE (2)) suppresses natural killer cell function primarily through the PGE(2) receptor EP4. Cancer Immunol. Immunother., 2011, Vol. 60, no. 11, pp. 1577-1586.

6. Honorati M.C., Neri S., Cattini L., Facchini A. IL-17 enhances the susceptibility of U-2 OS osteosarcoma cells to NK cell lysis. Clin. Exp. Immunol., 2003, Vol. 133, no. 3, pp. 344-349.

7. Jaime P., Garcia-Guerrero N., Estella R., Pardo J., Garcia-Alvarez F., Martinez-Lostao L. CD56(+)/CD16(-) Natural killer cells expressing the inflammatory protease granzyme A are enriched in synovial fluid from patients with osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage, 2017, Vol. 25, no. 10, pp. 1708-1718.

8. Jong A.Y., Wu C.H., Li J., Sun J., Fabbri M., Wayne A.S., Seeger R.C. Large-scale isolation and cytotoxicity of extracellular vesicles derived from activated human natural killer cells. J. Extracell. Vesicles, 2017, Vol. 6, no. 1, 1294368. doi: 10.1080/20013078.2017.1294368.

9. Keerthikumar S., Gangoda L., Gho Y.S., Mathivanan S. Exosomes and microvesicles. Methods in molecular biology. Ed. Hill A., Humana Press, 2017, pp. 189-196.

10. Khurana D., Arneson L.N., Schoon R.A., Dick C.J., Leibson P.J. Differential regulation of human NK cellmediated cytotoxicity by the tyrosine kinase Itk. J. Immunol., 2007, Vol. 178, no. 6, pp. 3575-3582.

11. Ko Y.H., Park S., Jin H., Woo H., Lee H., Park C., Kim K. Granzyme B leakage-induced apoptosis is a crucial mechanism of cell death in nasal-type NK/T-cell lymphoma. Lab. Invest., 2007, Vol. 87, no. 3, pp. 241-250.

12. Korenevskii A.V., Milyutina Y.P., Zhdanova A.A., Pyatygina K.M., Sokolov D.I., Sel’kov S.A. Massspectrometric analysis of proteome of microvesicles produced by NK-92 natural killer cells. Bull. Exp. Biol. Med., 2018, Vol. 165, no. 4, pp. 564-571.

13. Kumar D., Hosse J., von Toerne C., Noessner E., Nelson P.J. JNK MAPK pathway regulates constitutive transcription of CCL5 by human NK cells through SP1. J. Immunol., 2009, Vol. 182, no. 2, pp. 1011-1020.

14. Kweon S., Phan M.T., Chun S., Yu H., Kim J., Kim S., Lee J., Ali A.K., Lee S.H., Kim S.K., Doh J., Cho D. Expansion of human NK cells using K562 cells expressing OX40 ligand and short exposure to IL-21. Front. Immunol., 2019, Vol. 10, 879. doi: 10.3389/fimmu.2019.00879.

15. Liu X.C., Liang H., Tian Z., Ruan Y.S., Zhang L., Chen Y. Proteomic analysis of human NK-92 cells after NK cell-mediated cytotoxicity against K562 cells. Biochemistry Moscow, 2007, Vol. 72, no. 7, pp. 716-727.

16. Lugini L., Cecchetti S., Huber V., Luciani F., Macchia G., Spadaro F., Paris L., Abalsamo L., Colone M., Molinari A., Podo F., Rivoltini L., Ramoni C., Fais S. Immune surveillance properties of human NK cell-derived exosomes. J. Immunol., 2012, Vol. 189, no. 6, pp. 2833-2842.

17. Ma D., Cao W., Kapur A., Felder M., Scarlett C.O., Patankar M.S., Li L. Differential expression of proteins in naive and IL-2 stimulated primary human NK cells identified by global proteomic analysis. J. Proteomics, 2013, Vol. 91, pp. 151-163.

18. Malloci M., Perdomo L., Veerasamy M., Andriantsitohaina R., Simard G., Martinez M.C. Extracellular vesicles: mechanisms in human health and disease. Antioxid. Redox Signal., 2019, Vol. 30, no. 6, pp. 813-856.

19. Malorni W., Quaranta M.G., Straface E., Falzano L., Fabbri A., Viora M., Fiorentini C. The Rac-activating toxin cytotoxic necrotizing factor 1 oversees NK cell-mediated activity by regulating the actin/microtubule interplay. J. Immunol., 2003, Vol. 171, no. 8, pp. 4195-4202.

20. Manzini C., Vene R., Cossu I., Gualco M., Zupo S., Dono M., Spagnolo F., Queirolo P., Moretta L., Mingari M.C., Pietra G. Cytokines can counteract the inhibitory effect of MEK-i on NK-cell function. Oncotarget, 2016, Vol. 7, no. 38, pp. 60858-60871.

21. Mizrahi S., Markel G., Porgador A., Bushkin Y., Mandelboim O. CD100 on NK cells enhance IFNgamma secretion and killing of target cells expressing CD72. PLoS ONE, 2007, Vol. 2, no. 9, e818. doi: 10.1371/journal.pone.0000818.

22. Nawrot R., Barylski J., Schulze W.X. Incorrectly annotated keratin derived peptide sequences lead to misleading MS/MS data interpretation. J. Proteomics, 2013, Vol. 91, pp. 270-273.

23. Ochoa M.C., Minute L., Rodriguez I., Garasa S., Perez-Ruiz E., Inoges S., Melero I., Berraondo P. Antibodydependent cell cytotoxicity (ADCC): immunotherapy strategies enhancing effector NK cells. Immunol. Cell Biol., 2017, no. 4, pp. 347-355.

24. Oykhman P., Timm-McCann M., Xiang R.F., Islam A., Li S.S., Stack D., Huston S.M., Ma L.L., Mody C.H. Requirement and redundancy of the Src family kinases Fyn and Lyn in perforin-dependent killing of Cryptococcus neoformans by NK cells. Infect. Immun., 2013, Vol. 81, no. 10, pp. 3912-3922.

25. Pesce S., Carlomagno S., Moretta A., Sivori S., Marcenaro E. Uptake of CCR7 by KIR2DS4(+) NK cells is induced upon recognition of certain HLA-C alleles. J. Immunol. Res., 2015, Vol. 2015, 754373. doi: 10.1155/2015/754373.

26. Scheiter M., Lau U., van Ham M., Bulitta B., Grobe L., Garritsen H., Klawonn F., Konig S., Jansch L. Proteome analysis of distinct developmental stages of human natural killer (NK) cells. Mol. Cell. Proteomics, 2013, Vol. 12, no. 5, pp. 1099-1114.

27. Singh U.P., Singh S., Singh R., Cong Y., Taub D.D., Lillard J.W., Jr. CXCL10-producing mucosal CD4+ T cells, NK cells, and NKT cells are associated with chronic colitis in IL-10(-/-) mice, which can be abrogated by antiCXCL10 antibody inhibition. J. Interferon Cytokine Res., 2008, Vol. 28, no. 1, pp. 31-43.

28. Sokolov D.I., Markova K.L., Mikhailova V.A., Vyazmina L.P., Milyutina Y.P., Kozyreva A.R., Zhdanova A.A., Malygina D.A., Onokhin K.V., Ivanova A.N., Korenevsky A.V., Selkov S.A. Phenotypic and functional characteristics of microvesicles produced by natural killer cells. Medical Immunology (Russia), 2019, Vol. 21, no. 4, pp. 669-688. doi: 10.15789/1563-0625-2019-4-669-688.

29. Sokolov D.I., Ovchinnikova O.M., Korenkov D.A., Viknyanschuk A.N., Benken K.A., Onokhin K.V., Selkov S.A. Influence of peripheral blood microparticles of pregnant women with preeclampsia on the phenotype of monocytes. Transl. Res., 2016, Vol. 170, pp. 112-123.

30. Thery C., Zitvogel L., Amigorena S. Exosomes: composition, biogenesis and function. Nat. Rev. Immunol., 2002, Vol. 2, no. 8, pp. 569-579.

31. Tramontano A.F., Lyubarova R., Tsiakos J., Palaia T., Deleon J.R., Ragolia L. Circulating endothelial microparticles in diabetes mellitus. Mediators Inflamm., 2010, Vol. 2010, 250476. doi: 10.1155/2010/250476.

32. van der Pol E., Coumans F.A., Grootemaat A.E., Gardiner C., Sargent I.L., Harrison P., Sturk A., van Leeuwen T.G., Nieuwland R. Particle size distribution of exosomes and microvesicles determined by transmission electron microscopy, flow cytometry, nanoparticle tracking analysis, and resistive pulse sensing. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 12, no. 7, pp. 1182-1192.

33. van Helden M.J., Zaiss D.M., Sijts A.J. CCR2 defines a distinct population of NK cells and mediates their migration during influenza virus infection in mice. PLoS ONE, 2012, Vol. 7, no. 12, e52027. doi: 10.1371/journal.pone.0052027.

34. van Niel G., d’Angelo G., Raposo G. Shedding light on the cell biology of extracellular vesicles. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2018, Vol. 19, no. 4, pp. 213-228.

35. Vasilopoulou E., Loubiere L.S., Lash G.E., Ohizua O., McCabe C.J., Franklyn J.A., Kilby M.D., Chan S.Y. Triiodothyronine regulates angiogenic growth factor and cytokine secretion by isolated human decidual cells in a cell-type specific and gestational age-dependent manner. Hum. Reprod., 2014, Vol. 29, no. 6, pp. 1161-1172.

36. Veerman R.E., Gucluler Akpinar G., Eldh M., Gabrielsson S. Immune cell-derived extracellular vesicles –functions and therapeutic applications. Trends Mol. Med., 2019, Vol. 25, no. 5, pp. 382-394.

37. Voigt J., Malone D.F.G., Dias J., Leeansyah E., Bjorkstrom N.K., Ljunggren H.G., Grobe L., Klawonn F., Heyner M., Sandberg J.K., Jansch L. Proteome analysis of human CD56neg NK cells reveals a homogeneous phenotype surprisingly similar to CD56dim NK cells. Eur. J. Immunol., 2018, Vol. 48, no. 9, pp. 1456-1469.

38. Wagstaffe H.R., Nielsen C.M., Riley E.M., Goodier M.R. IL-15 promotes polyfunctional NK cell responses to influenza by boosting IL-12 production. J. Immunol., 2018, Vol. 200, no. 8, pp. 2738-2747.

39. Wang W., Guo H., Geng J., Zheng X., Wei H., Sun R., Tian Z. Tumor-released galectin-3, a soluble inhibitory ligand of human NKp30, plays an important role in tumor escape from NK cell attack. J. Biol. Chem., 2014, Vol. 289, no. 48, pp. 33311-33319.

40. Zhu L., Aly M., Kuon R.J., Toth B., Wang H., Karakizlis H., Weimer R., Morath C., Ibrahim E., Ekpoom N., Opelz G., Daniel V. Patients with idiopathic recurrent miscarriage have abnormally high TGFss+ blood NK, NKT and T cells in the presence of abnormally low TGFss plasma levels. BMC Immunol., 2019, Vol. 20, no. 1, 10. doi: 10.1186/s12865-019-0290-3.