Фенотип циркулирующих нейтрофилов на разных стадиях неоплазии шейки матки

На сегодня отсутствует единая точка зрения на роль циркулирующих нейтрофилов (Нф) в механизмах возникновения и развития неоплазмы. Считается, что вследствие высокой функциональной пластичности они могут проявлять как про-, так и противоопухолевую активность. С целью изучения фенотипа Нф на различных стадиях неоплазии шейки матки оценивали абсолютное и относительное их количество, активность миелопероксидазы, показатели спонтанного и индуцированного НСТ-теста, уровень катионных белков. В лизате Нф и сыворотке крови оценивали спонтанную продукцию эластазы и активных форм матриксных металлопротеиназ, уровень IL-2, IL-8, IL-18, IFNy, G-CSF. Образование внеклеточных ловушек (NET) оценивали с суточной культурой Sacchromyces cerevisiae в качестве индуктора. Обследована 31 пациентка с цервикальной интраэпителиальной неоплазией (CIN) и 21 первичная больная раком шейки матки (РШМ) Ia стадии по FIGO, а также 25 практически здоровых женщин. Установлена повышенная по сравнению с нормой спонтанная и индуцированная кислородзависимая цитолитическая и фагоцитарная активность и спонтанная продукция NET на фоне снижения абсолютного количества Нф у пациенток с CIN, что позволяет предполагать их противоопухолевую активность. Уже на стадии дисплазии как в Нф, так и в плазме крови возрастают по сравнению с нормой уровни «проопухолевых» цитокинов, ММP-9, IL-2 и G-CSF. Высокие уровни в плазме крови регуляторного IFNy и праймирующего активацию нейтрофилов IL-8 не предполагают использования на стадии дисплазии шейки матки экзогенных стимуляторов активности Нф. На начальной стадии РШМ значимо по сравнению с нормой увеличено абсолютное количество Нф. Однако на фоне повышенной спонтанной кислородзависимой цитолитической активности у них значимо снижена активность фагоцитоза и резко повышена спонтанная продукция NET, что в целом характерно для «проопухолевого» фенотипа Нф. В Нф и плазме крови больных РШМ Ia сохраняется повышенным уровень IL-2 и продолжает возрастать уровень ММП-9. Таким образом, полученные результаты позволяют предполагать изменение фенотипа Нф при переходе от дисплазии к РШМ в сторону увеличения проопухолевых клеток низкой плотности. Полученные результаты позволили разработать алгоритм обследования женщин с подозрением на РШМ, включающий определение IL-2 в сыворотке крови и ММП-9 в лизате Нф.

1. Бережная Н.М. Роль клеток системы иммунитета в микроокружении опухоли I. Клетки и цитокины - участники воспаления // Онкология, 2009. № 1. С. 6-17.

2. Герасимов И.Г., Калуцкая О.А. Кинетика реакции восстановления нитросинего тетразолия нейтрофилами крови человека // Цитология, 2000. Т. 42, № 2. С. 160-165.

3. Долгушин И.И., Семенова А.Б., Шишкова Ю.С., Казачков Е.Л., Шаманова А.Ю., Важенин А.В. Функциональная активность нейтрофилов и процессы формирования ими сетей внеклеточной ДНК при встрече с опухолевыми клетками карциномы молочной железы // Медицинский вестник Башкортостана, 2014. Т. 9, № 5. С. 132-135.

4. Долгушин И.И., Шишкова Ю.С., Семенова А.Б., Казачков Е.Л., Важенин А.В., Шаманова А.Ю., Ди-мов Г.П. Взгляд на роль нейтрофильного внеклеточного ДНК, как компонента микроокружения опухоли, в процессах канцерогенеза // Уральский медицинский журнал, 2014. № 2 (116). С. 19-22.

5. Мальцева В.Н., Авхачева Н.В., Санталов Б.Ф., Сафронова В.Г. Наблюдение в динамике модификации функциональной активности периферических нейтрофилов и ее регуляции при росте опухоли in vivo // Цитология, 2006. Т. 48, № 12. С. 1000-1009.

6. Медицинская лабораторная диагностика: программы и алгоритмы: руководство для врачей / под ред. А.И. Карпищенко. 3-е изд., перераб. и доп. М. : ГЭОТАР-Медиа, 2014. 696 с.

7. Нестерова И.В., Ковалева С.В., Чудилова Г.А., Коков Е.А., Ломтатидзе Л.В., Сторожук С.В., Уваров И.Б., Казанцева М.В. Особенности фенотипа нейтрофильных гранулоцитов при неопластических процессах // Российский иммунологический журнал, 2010. Т. 4 (13), № 4. С. 374-380.

8. Чердынцева Н.В., Наумов С.А., Удут В.В., Пешкова О.А., Шепеткин И.А. Окислительный метаболизм нейтрофильных гранулоцитов крови при предраке и раке желудка // Биохимия, 1992. № 7. С. 182-187. [Cherdyntseva N.V., Naumov S.A., Udut V.V., Peshkova O.A., Shepetkin I.A. Oxidative metabolism of neutrophilic blood granulocytes in precancer and gastric cancer. Biokhimiya = Biochemistry, 1992, no. 7, pp. 182-187. (In Russ.)]

9. Acuff H.B., Carter K.J., Fingleton B., Gorden D.L., Matrisian L.M. Matrix metalloproteinase-9 from bone marrow-derived cells contributes to survival but not growth of tumor cells in the lung microenvironment. Cancer Res., 2006, Vol. 66, no. 1, pp. 259-266.

10. Albrengues J., Shields M.A., Ng D., Park C.G., Ambrico A., Poindexter M.E., Upadhyay P., Uyeminami D.L., Pommier A., Kuttner V, Bruzas E., Maiorino L., Bautista C., Carmona E.M., Gimotty P.A., Fearon D.T., Chang K., Lyons S.K., Pinkerton K.E., Trotman L.C., Goldberg M.S., Yeh J.T., Egeblad M. Neutrophil extracellular traps produced during inflammation awaken dormant cancer cells in mice. Science, 2018, Vol. 361, no. 6409. pii: eaao4227. doi: 10.1126/science.aao4227.

11. Ardi V.C., Kupriyanova T.A., Deryugina E.I., Quigley J.P. Human neutrophils uniquely release TIMP-free MMP-9 to provide a potent catalytic stimulator of angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007, Vol. 104, no. 51, pp. 20262-20267.

12. Barth C.R., Funchal G.A., Luft C., de Oliveira J.R., Porto B.N., Donadio M.V. Carrageenan-induced inflammation promotes ROS generation and neutrophil extracellular trap formation in a mouse model of peritonitis. Eur. J. Immunol., 2016, Vol. 46, no. 4, pp. 964-970.

13. Berger-Achituv S., Brinkmann V, Abed U.A., Kuhn L.I., Ben-Ezra J., Elhasid R., Zychlinsky A. A proposed role for neutrophil extracellular traps in cancer immunoediting. Front. Immunol., 2013, Vol. 4, p. 48.

14. Borregaard N., Sorensen O.E., Theilgaard-Mbnch K. Neutrophil granules: a library of innate immunity proteins. Trends Immunol., 2007, Vol. 28, no. 8, pp. 340-345.

15. Bru A., Albertos S., Lopez Garcia-Asenjo J.A., Bru I. Pinning of tumoral growth by enhancement of the immune response. Phys. Rev. Lett., 2004, Vol. 92, no. 23, 238101. doi: 10.1103/PhysRevLett.92.238101.

16. Buckley C.D., Ross E.A., McGettrick H.M., Osborne C.E., Haworth O., Schmutz C., Stone P.C., Salmon M., Matharu N.M., Vohra R.K., Nash G.B., Rainger G.E. Identification of a phenotypically and functionally distinct population of long-lived neutrophils in a model of reverse endothelial migration. J. Leukoc. Biol., 2006, Vol. 79, no. 2, pp. 303-311.

17. Carmona-Rivera C., Kaplan M.J. Low-density granulocytes: a distinct class of neutrophils in systemic autoimmunity. Semin. Immunopathol., 2013, Vol. 35, no. 4, pp. 455-463.

18. Cassatella MA. Neutrophil-derived proteins: selling cytokines by the pound. Adv. Immunol., 1999, Vol. 73, pp. 369-509.

19. Cho H., Hur H.W., Kim S.W., Kim S.H., Kim J.H., Kim Y.T., Lee K. Pre-treatment neutrophil to lymphocyte ratio is elevated in epithelial ovarian cancer and predicts survival after treatment. Cancer Immunol. Immunother., 2009, Vol. 58, no. 1, pp. 15-23.

20. Cools-Lartigue J., Spicer J., McDonald B., Gowing S., Chow S., Giannias B., Bourdeau F., Kubes P., Ferri L. Neutrophil extracellular traps sequester circulating tumor cells and promote metastasis. J. Clin. Invest., 2013, pii: 67484. doi: 10.1172/JCI67484.

21. di Carlo E., Forni G., Lollini P., Colombo M.P., Modesti A., Musiani P. The intriguing role of polymorphonuclear neutrophils in antitumor reactions. Blood, 2001, Vol. 97, no. 2, pp. 339-345.

22. di Carlo E., Forni G., Musiani P. Neutrophils in the antitumoral immune response. Chem. Immunol. Allergy, 2003, Vol. 83, pp. 182-203.

23. Donskov F., von der Maase H. Impact of immune parameters on long-term survival in metastatic renal cell carcinoma. J. Clin. Oncol., 2006, Vol. 24, no. 13, pp. 1997-2005.

24. Dumitru C.A., Moses K., Trellakis S., Lang S., Brandau S. Neutrophils and granulocytic myeloid-derived suppressor cells: immunophenotyping, cell biology and clinical relevance in human oncology. Cancer Immunol. Immunother., 2012, Vol. 61, no. 8, pp. 1155-1167.

25. Fridlender Z.G., Sun J., Kim S., Kapoor V., Cheng G., Ling L., Worthen G.S., Albelda S.M. Polarization of tumor-associated neutrophil phenotype by TGF-beta: “N1” versus “N2” TAN. Cancer Cell, 2009, Vol. 16, no. 3, pp. 183-194.

26. Fuchs T.A., Abed U., Goosmann C., Hurwitz R., Schulze I., Wahn V., Weinrauch Y., Brinkmann V, Zychlinsky A. Novel cell death program leads to neutrophil extracellular traps. J. Cell Biol., 2007, Vol. 176, no. 2, pp. 231-241.

27. Gregory A.D., Houghton A.M. Tumor-associated neutrophils: new targets for cancer therapy. Cancer Res., 2011, Vol. 71, no. 7, pp. 2411-2416.

28. Gupta A.K., Joshi M.B., Philippova M., Erne P., Hasler P., Hahn S., Resink T.J. Activated endothelial cells induce neutrophil extracellular traps and are susceptible to NETosis-mediated cell death. FEBS Lett., 2010, Vol. 584, no. 14, pp. 3193-3197.

29. Ichikawa H., Kokura S., Aw T.Y. Role of endothelial mitochondria in oxidant production and modulation of neutrophil adherence. J. Vasc. Res., 2004, Vol. 41, no. 5, pp. 432-444.

30. Igney F.H., Behrens C.K., Krammer P.H. CD95L mediates tumor counterattack in vitro but induces neutrophil-independent tumor rejection in vivo. Int. J. Cancer, 2005, Vol. 113, no. 1, pp. 78-87.

31. Ishikawa F., Miyazaki S. New biodefense strategies by neutrophils. Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz), 2005, Vol. 53, no. 3, pp. 226-233.

32. Kim R., Emi M., Tanabe K. Cancer immunoediting from immune surveillance to immune escape. Immunology, 2007, Vol. 121, no. 1, pp. 1-14.

33. Kobayashi A., Greenblatt R.M., Anastos K., Minkoff H., Massad L.S., Young M., Levine A.M., Darragh T.M., Weinberg V., Smith-McCune K.K. Functional attributes of mucosal immunity in cervical intraepithelial neoplasia and effects of HIV infection. Cancer Res., 2004, Vol. 64, no. 18, pp. 6766-6774.

34. Kolaczkowska E., Kubes P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat. Rev. Immunol., 2013, Vol. 13, no. 3, pp. 159-175.

35. Mantovani A., Cassatella M.A., Costantini C., Jaillon S. Neutrophils in the activation and regulation of innate and adaptive immunity. Nat. Rev. Immunol., 2011, Vol. 11, no. 8, pp. 519-531.

36. Masson V, de la Ballina L.R., Munaut C., Wielockx B., Jost M., Maillard C., Blacher S., Bajou K., Itoh T., Itohara S., Werb Z., Libert C., Foidart J.M., Мэё! A. Contribution of host MMP-2 and MMP-9 to promote tumor vascularization and invasion of malignant keratinocytes. FASEB J., 2005, Vol. 19, no. 2, pp. 234-236.

37. Mejia S.P., Cano L.E., Lopez J.A., Hernandez O., Gonzalez A. Human neutrophils produce extracellular traps against Paracoccidioides brasiliensis. Microbiology, 2015, Vol. 161, no. 5, pp. 1008-1017.

38. Menegazzi R., Decleva E., Dri P Killing by neutrophil extracellular traps: fact or folklore? Blood, 2012, Vol. 119, no. 5, pp. 1214-1216.

39. Najmeh S., Cools-Lartigue J., Rayes R.F., Gowing S., Vourtzoumis P, Bourdeau F., Giannias B., Berube J., Rousseau S., Ferri L.E., Spicer J.D. Neutrophil extracellular traps sequester circulating tumor cells via p 1-integrin mediated interactions. Int. J. Cancer, 2017, Vol. 140, no. 10, pp. 2321-2330.

40. Nozawa H., Chiu C., Hanahan D. Infiltrating neutrophils mediate the initial angiogenic switch in a mouse model of multistage carcinogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006, Vol. 103, no. 33, pp. 12493-12498.

41. Ortmann W., Kolaczkowska E. Age is the work of art? Impact of neutrophil and organism age on neutrophil extracellular trap formation. Cell Tissue Res., 2018, Vol. 371, no. 3, pp. 473-488.

42. Otten M.A., Bakema J.E., Tuk C.W., Glennie M.J., Tutt A.L., Beelen R.H., van de Winkel J.G., van Egmond M. Enhanced FcaRI-mediated neutrophil migration towards tumour colonies in the presence of endothelial cells. Eur. J. Immunol., 2012, Vol. 42, no. 7, pp. 1815-1821.

43. Piccard H., Muschel R.J., Opdenakker G. On the dual roles and polarized phenotypes of neutrophils in tumor development and progression. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2012, Vol. 82, no. 3, pp. 296-309.

44. Pillay J., Tak T., Kamp V.M., Koenderman L. Immune suppression by neutrophils and granulocytic myeloid-derived suppressor cells: similarities and differences. Cell. Mol. Life Sci., 2013, Vol. 70, no. 20, pp. 3813-3827.

45. Saffarzadeh M., Juenemann C., Queisser M.A., Lochnit G., Barreto G., Galuska S.P, Lohmeyer J., Preissner K.T. Neutrophil extracellular traps directly induce epithelial and endothelial cell death: a predominant role of histones. PLoS ONE, 2012, Vol. 7, no. 2, e32366. doi: 10.1371/journal.pone.0032366.

46. Sagiv J.Y., Michaeli J., Assi S., Mishalian I., Kisos H., Levy L., Damti P, Lumbroso D., Polyansky L., Sionov R.V, Ariel A., Hovav A.H., Henke E., Fridlender Z.G., Granot Z. Phenotypic diversity and plasticity in circulating neutrophil subpopulations in cancer. Cell Rep., 2015, Vol. 10, no. 4, pp. 562-573.

47. Schernberg A., Blanchard P, Chargari C., Deutsch E. Neutrophils, a candidate biomarker and target for radiation therapy? Acta Oncol., 2017, Vol. 56, no. 11, pp. 1522-1530.

48. Schmidt H., Suciu S., Punt C.J., Gore M., Kruit W., Patel P, Lienard D., von der Maase H., Eggermont A.M., Keilholz U.; American Joint Committee on Cancer Stage IV Melanoma; EORTC 18951. Pretreatment levels of peripheral neutrophils and leukocytes as independent predictors of overall survival in patients with American Joint Committee on Cancer Stage IV Melanoma: results of the EORTC 18951 Biochemotherapy Trial. J. Clin. Oncol., 2007, Vol. 25, no. 12, pp. 1562-1569.

49. Schmielau J., Finn O.J. Activated granulocytes and granulocyte-derived hydrogen peroxide are the underlying mechanism of suppression of t-cell function in advanced cancer patients. Cancer Res., 2001, Vol. 61, no. 12, pp. 4756-4760.

50. Sharaiha R.Z., Halazun K.J., Mirza F., Port J.L., Lee PC., Neugut A.I., Altorki N.K., Abrams J.A. Elevated preoperative neutrophil:lymphocyte ratio as a predictor of postoperative disease recurrence in esophageal cancer. Ann. Surg. Oncol., 2011, Vol. 18, no. 12, pp. 3362-3369.

51. Smuda C., Wechsler J.B., Bryce PJ. TLR-induced activation of neutrophils promotes histamine production via a PI3 kinase dependent mechanism. Immunol. Lett., 2011, Vol. 141, no. 1, pp. 102-108.

52. Souto J.C., Vila L., Bru A. Polymorphonuclear neutrophils and cancer: intense and sustained neutrophilia as a treatment against solid tumors. Med. Res. Rev., 2011, Vol. 31, no. 3, pp. 311-363.

53. Szuster-Ciesielska A., Hryciuk-Umer E., Stepulak A., Kupisz K., Kandefer-Szerszen M. Reactive oxygen species production by blood neutrophils of patients with laryngeal carcinoma and antioxidative enzyme activity in their blood. Acta Oncol., 2004, Vol. 43, no. 3, pp. 252-258.

54. Tavares-Murta B.M., Mendonqa M.A., Duarte N.L., da Silva J.A., Mutao T.S., Garcia C.B., Murta E.F. Systemic leukocyte alterations are associated with invasive uterine cervical cancer. Int. J. Gynecol. Cancer, 2010, Vol. 20, no. 7, pp. 1154-1159.

55. Tazawa H., Okada F., Kobayashi T., Tada M., Mori Y., Une Y., Sendo F., Kobayashi M., Hosokawa M. Infiltration of neutrophils is required for acquisition of metastatic phenotype of benign murine fibrosarcoma cells: implication of inflammation-associated carcinogenesis and tumor progression. Am. J. Pathol., 2003, Vol. 163, no. 6, pp. 2221-2232.

56. Teramukai S., Kitano T., Kishida Y., Kawahara M., Kubota K., Komuta K., Minato K., Mio T., Fujita Y., Yonei T., Nakano K., Tsuboi M., Shibata K., Furuse K., Fukushima M. Pretreatment neutrophil count as an independent prognostic factor in advanced non-small-cell lung cancer: an analysis of Japan Multinational Trial Organisation LC00-03. Eur. J. Cancer, 2009, Vol. 45, no. 11, pp. 1950-1958.

57. Trellakis S., Farjah H., Bruderek K., Dumitru C.A., Hoffmann T.K., Lang S., Brandau S. Peripheral blood neutrophil granulocytes from patients with head and neck squamous cell carcinoma functionally differ from their counterparts in healthy donors. Int. J. Immunopathol. Pharmacol., 2011, Vol. 24, no. 3, pp. 683-693.

58. Uribe-Querol E., Rosales C. Neutrophils in cancer: two sides of the same coin. J. Immunol. Res., 2015, Vol. 2015, 983698. doi: 10.1155/2015/983698.

59. van Spriel A.B., Leusen J.H., van Egmond M., Dijkman H.B., Assmann K.J., Mayadas T.N., van de Winkel J.G. Mac-1 (CD11b/CD18) is essential for Fc receptor-mediated neutrophil cytotoxicity and immunologic synapse formation. Blood, 2001, Vol. 97, no. 8, pp. 2478-2486.

60. Yipp B.G., Petri B., Salina D., Jenne C.N., Scott B.N., Zbytnuik L.D., Pittman K., Asaduzzaman M., Wu K., Meijndert H.C., Malawista S.E., de Boisfleury Chevance A., Zhang K., Conly J., Kubes P Infection-induced NETosis is a dynamic process involving neutrophil multitasking in vivo. Nat. Med., 2012, Vol. 18, no. 9, pp. 1386-1393.

61. Zivkovic M., Poljak-Blazi M., Egger G., Sunjic S.B., Schaur R.J., Zarkovic N. Oxidative burst and anticancer activities of rat neutrophils. Biofactors, 2005, Vol. 24, no. 1-4, pp. 305-312.