Preview

Медицинская иммунология

Расширенный поиск

Септический шок: перспективные методы диагностики и лечения на основе иммунопатогенеза

https://doi.org/10.15789/1563-0625-SSP-1862

Полный текст:

Аннотация

На основе III Международного консенсуса в отношении определения сепсиса и септического шока (Sepsis-3) было признано современное определение септического шока: «Септический шок – это разновидность сепсиса, который сопровождается выраженными гемодинамическими, метаболическими и клеточными расстройствами, причем эти нарушения ассоциируются с более высоким риском летального исхода». Несмотря на классическое представление о развитии септического шока (провоспалительный, иммуносупрессивный этапы и стадия полиорганной недостаточности с формированием шоковых органов), теории активации каспазного пути, эндоканнабиноидной системы и системы белка запрограммированной клеточной смерти 1 (Programmed cell death 1 – PD-1) в формировании септического шока являются перспективными подходами в разработке новых диагностических и терапевтических методов. Уже на ранней стадии септического шока наблюдается лимфопения, которая в дальнейшем приводит к глубокой иммуносупрессии. Проводимые ранее исследования по лечению разрабатывали методы снижения провоспалительной стадии, что не давало должного результата среди пациентов. Сейчас необходимо искать пути ингибирования апоптоза, истощения лимфоцитов, макрофагов и других иммунных клеток человека в ходе развития септического шока. Известно, что каспазы опосредуют врожденное обнаружение патогенных микроорганизмов, вызывают пироптоз, активацию моноцитов. Доказано, что ингибирование каспаз-8, каспаз-11 приводит к снижению функционирования моноцитов и высвобождения цитокинов, что играет важную роль в иммунопатогенезе септического шока. Также показаны ассоциации экспрессии PD-1 и PD-2 на лимфоцитах CD4 + и моноцитах с развитием иммунных дисфункций, снижением пролиферации лимфоцитов и повышением концентрации интерлейкина-10. Стимуляция эндоканнабиноидных рецепторов способна ослаблять воспаление, ингибируя цитопатическое и имуннодепрессивное действие патогенов. Показано, что классические биомаркеры септического шока (провоспалительные, противовоспалительные цитокины; прокальцитонин, лактат и др.) не обладают высокой прогностической силой по отношению к исходу заболевания. Циркулирующие и цитрулированные гистоны плазмы крови, определяемые с помощью масс-спектрометрии, могут служить потенциальными диагностическими маркерами септического шока, однако они требуют дальнейшего изучения. Применение окисленного фосфолипида oxPAPC (Oxidized 1-palmitoyl-2-arachidonoyl-sn-glycero-3-phosphocholine), сульфида водорода и белков, связывающих жирные кислоты Fasciola hepatica (печеночная двуустка), предотвращает окислительный стресс, синтез провоспалительных цитокинов и обеспечивает созревание макрофагов и дендритных клеток. Дальнейшее изучение иммуннологических реакций в ходе септического шока имеет большое значение для обоснования новых подходов диагностики и терапии септического шока.

Об авторе

Л. И. Гоманова
ФГАОУ ВО «Первый Московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченова» Министерства здравоохранения РФ (Сеченовский университет)
Россия

Гоманова Лилия Ильинична – Студентка Института общественного здоровья

119991, Россия, Москва, ул. Трубецкая, 8
Teл.: 8 (919) 109-95-90.



Список литературы

1. Ahmad A., Olah G., Szczesny B., Wood M.E., Whiteman M., Szabo C. AP39, a mitochondrially targeted hydrogen sulfide donor, exerts protective effects in renal epithelial cells subjected to oxidative stress in vitro and in acute renal injury in vivo. Shock, 2015, Vol. 45, no. 1, pp. 88-97.

2. Amalakuhan B., Habib S.A., Mangat M., Reyes L.F., Rodriguez A.H., Hinojosa C.A., Soni N.J., Gilley R.P., Bustamante C.A., Anzueto A., Levine S.M., Peters J.I., Aliberti S., Sibila O., Chalmers J.D., Torres A., Waterer G.W., Martin-Loeches I., Bordon J., Blanquer J., Sanz F., Marcos P.J., Rello J., Ramirez J., Solé-Violán J., Luna C.M., Feldman C., Witzenrath M., Wunderink R.G., Stolz D., Wiemken T.L., Shindo Y., Dela Cruz C.S., Orihuela C.J., Restrepo M.I. Endothelial adhesion molecules and multiple organ failure in patients with severe sepsis. Cytokine, 2016, no. 88, pp. 267-273.

3. Boisramé-Helms J., Delabranche X., Degirmenci S.E., Zobairi F., Berger A., Meyer G., Burban M., Mostefai H.A., Levy B., Toti F., Meziani F. Pharmacological modulation of procoagulant microparticles improves haemodynamic dysfunction during septic shock in rats. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 111, no. 1, pp. 154-164.

4. Calfee C.S., Thompson B.T., Parsons P.E., Ware L.B., Matthay M.A., Wong H.R. Plasma IL-8 is not an effective risk stratification tool for adults with vasopressor-dependent septic shock. Crit. Care Med., 2010, Vol. 38, no. 6, pp. 1436-1441.

5. Chang K., Svabek C., Vazquez-Guillamet C., Sato B., Rasche D., Wilson S., Robbins P., Ulbrandt N., Suzich J., Green J., Patera A.C., Blair W., Krishnan S., Hotchkiss R. Targeting the programmed cell death 1: programmed cell death ligand 1 pathway reverses T cell exhaustion in patients with sepsis. Crit. Care, 2014, Vol. 18, no. 1, R3. doi: 10.1186/cc13176.

6. Chen Y., Jin S., Teng X., Hu Z., Zhang Z., Qiu X., Tian D.,Wu Y. Hydrogen sulfide attenuates LPS-induced acute kidney injury by inhibiting inflammation and oxidative stress. Oxid. Med. Cell. Longev., 2018, Vol. 2018, 6717212. doi: 10.1155/2018/6717212.

7. Cho H., Lee E.S., Lee Y.S., Kim Y.J., Sohn C.H., Ahn S., Seo D.W., Lee J.H., Kim W.Y., Lim K.S. Predictors of septic shock in initially stable patients with pyogenic liver abscess. Scand. J. Gastroenterol., 2017, Vol. 52, no. 5, pp. 589-594.

8. Chu L.H., Indramohan M., Ratsimandresy R.A., Gangopadhyay A., Morris E.P., Monack D.M., Dorfleutner A., Stehlik C. The oxidized phospholipid oxPAPC protects from septic shock by targeting the noncanonical inflammasome in macrophages. Nat. Commun., 2018, Vol. 9, no. 1, p. 996.

9. Clark A.E., Kaleta E.J., Arora A., Wolk D.M. Matrix-assisted laser desorption ionization – time of flight mass spectrometry: a fundamental shift in the routine practice of clinical microbiology. Clin. Microbiol. Rev., 2013, Vol. 26, no. 3, pp. 547-603.

10. Dellinger R.P., Levy M.M., Carlet J.M., Bion J., Parker M.M., Jaeschke R., Reinhart K., Angus D.C., BrunBuisson C., Beale R., Calandra T., Dhainaut J.F., Gerlach H., Harvey M., Marini J.J., Marshall J., Ranieri M., Ramsay G., Sevransky J., Thompson B.T., Townsend S., Vender J.S., Zimmerman J.L., Vincent J.L. Surviving Sepsis Campaign: international guidelines for management of severe sepsis and septic shock: 2008. Crit. Care Med., 2008, no. 36, pp. 296-327.

11. Dugas A.F., Mackenhauer J., Salciccioli J.D., Cocchi M.N., Gautam S., Donnino M.W. Prevalence and characteristics of nonlactate and lactate expressors in septic shock. J. Crit. Care, 2012, Vol. 27, no. 4, pp. 344-350.

12. Fan S.L., Miller N.S., Lee J., Remick D.G. Diagnosing sepsis – the role of laboratory medicine. Clin. Chim. Acta, 2016, no. 460, pp. 203-210.

13. Figueroa-Santiago O., Espino A.M. Fasciola hepatica fatty acid binding protein induces the alternative activation of human macrophages. Infect. Immun., 2014, Vol. 82, no. 12, pp. 5005-5012.

14. Fox B., Schantz J.T., Haigh R., Wood M.E., Moore P.K., Viner N., Spencer J.P., Winyard P.G., Whiteman M. Inducible hydrogen sulfide synthesis in chondrocytes and mesenchymal progenitor cells: is H2 S a novel cytoprotective mediator in the inflamed joint? J. Cell. Mol. Med., 2012, Vol. 16, no. 4, pp. 896-910.

15. García-Giménez J.L., Romá-Mateo C., Carbonell N., Palacios L., Peiró-Chova L., García-López E., GarcíaSimón M., Lahuerta R., Gimenez-Garzó C., Berenguer-Pascual E., Mora M.I., Valero M.L., Alpízar A., Corrales F.J., Blanquer J., Pallardó F.V. A new mass spectrometry-based method for the quantification of histones in plasma from septic shock patients. Sci. Rep., 2017, Vol. 7, no. 1, 10643. doi: 10.1038/s41598-017-10830-z.

16. Gossez M., Rimmelé T., Andrieu T., Debord S., Bayle F., Malcus C., Poitevin-Later F., Monneret G., Venet F. Proof of concept study of mass cytometry in septic shock patients reveals novel immune alterations. Sci. Rep., 2018, no. 8, 17296. doi: 10.1038/s41598-018-35932-0.

17. Gui H., Sun Y., Luo Z.M., Su D.F., Dai S.M., Liu X. Cannabinoid receptor 2 protects against acute experimental sepsis in mice. Mediators Inflamm., 2013, Vol. 2013, 741303. doi: 10.1155/2013/741303.

18. Guignant C., Lepape A., Huang X., Kherouf H., Denis L., Poitevin F., Malcus C., Chéron A., Allaouchiche B., Gueyffier F., Ayala A., Monneret G., Venet F. Programmed death-1 levels correlate with increased mortality, nosocomial infection and immune dysfunctions in septic shock patients. Crit. Care, 2011, Vol. 15, no. 2, R99. doi: 10.1186/cc10112.

19. Hagar J.A., Powell D.A., Aachoui Y., Ernst R.K., Miao E.A. Cytoplasmic LPS activates caspase-11: implications in TLR4-independent endotoxic shock. Science, 2013, Vol. 341, no. 6151, pp. 1250-1253.

20. Hartemink K.J., Groeneveld A.B. Vasopressors and inotropes in the treatment of human septic shock: effect on innate immunity? Inflammation, 2012, Vol. 35, no. 1, pp. 206-213.

21. Huang X., Venet F., Wang Y.L., Lepape A., Yuan Z., Chen Y., Swan R., Kherouf H., Monneret G., Chung C.S., Ayala A. PD-1 expression by macrophages plays a pathologic role in altering microbial clearance and the innate inflammatory response to sepsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 2009, Vol. 106, no. 15, pp. 6303-6308.

22. Jung B., Molinari N., Nasri M., Hajjej Z., Chanques G., Jean-Pierre H., Panaro F., Jaber S. Procalcitonin biomarker kinetics fails to predict treatment response in perioperative abdominal infection with septic shock. Crit. Care, 2013, Vol. 17, no. 5, p. R255. doi: 10.1186/cc13082.

23. Kapellos T.S., Recio C., Greaves D.R., Iqbal A.J. Cannabinoid receptor 2 modulates neutrophil recruitment in a murine model of endotoxemia. Mediators Inflamm., 2017, Vol. 2017, 4315412. doi: 10.1155/2017/4315412.

24. Ke Y., Zebda N., Oskolkova O., Afonyushkin T., Berdyshev E., Tian Y., Meng F., Sarich N., Bochkov V.N., Wang J.M., Birukova A.A., Birukov K.G. Anti-Inflammatory effects of OxPAPC involve endothelial cell mediated generation of LXA4. Circ. Res., 2017, Vol. 121, no. 3, pp. 244-257.

25. Kuzmich N.N., Sivak K.V., Chubarev V.N., Porozov Y.B., Savateeva-Lyubimova T.N., Peri F. TLR4 signaling pathway modulators as potential therapeutics in inflammation and sepsis. Vaccines (Basel), 2017, Vol. 5, no. 4, 34. doi: 10.3390/vaccines5040034

26. Lafreniere J.D., Lehmann C. Parameters of the endocannabinoid system as novel biomarkers in sepsis and septic shock. Metabolites, 2017, Vol. 7, no. 4, pii: E55. doi: 10.3390/metabo7040055.

27. Li Y., Liu B., Fukudome E.Y., Lu J., Chong W., Jin G., Liu Z., Velmahos G.C., Demoya M., King D.R., Alam H.B. Identification of Cit H3 as a potential serum protein biomarker in a lethal model of LPS-induced shock. Surgery, 2011, Vol. 150, no. 3, pp. 442-451.

28. Li Y., Liu Z., Liu B., Zhao T., Chong W., Wang Y., Alam H.B. Citrullinated gistone H3 – a novel target for treatment of sepsis. Surgery, 2014, Vol. 156, no. 2, pp. 229-234.

29. Maestraggi Q., Lebas B., Clere-Jehl R., Ludes P.O., Chamaraux-Tran T.N., Schneider F., Diemunsch P., Geny B., Pottecher J. Skeletal muscle and lymphocyte mitochondrial dysfunctions in septic shock trigger ICU-acquired weakness and sepsis-induced immunoparalysis. Biomed. Res. Int., 2017, Vol. 2017, 7897325. doi: 10.1155/2017/7897325.

30. Martin I., Cabán-Hernández K., Figueroa-Santiago O., Espino A.M. Fasciola hepatica fatty acid binding protein inhibits TLR4 activation and suppresses the inflammatory cytokines induced by LPS in vitro and in vivo. J. Immunol., 2015, Vol. 194, no. 8, pp. 3924-3936.

31. McKinley T.O., McCarroll T., Gaski G.E., Frantz T.L., Zarzaur B.L., Terry C., Steenburg S.D. Shock volume: a patient-specific index that predicts transfusion requirements and organ dysfunction in multiply injured patients. Shock, 2016, Vol. 45, no. 2, pp. 126-132.

32. Merz T.M., Pereira A.J., Schürch R., Schefold J.C., Jakob S.M., Takala J., Djafarzadeh S. Mitochondrial function of immune cells in septic shock: A prospective observational cohort study. PLoS ONE, 2017, Vol. 12, no. 6, 0178946. doi: 10.1371/journal.pone.0178946.

33. Midura E.F., Prakash P.S., Johnson B.L., Rice T.C., Kunz N., Caldwell C.C. Impact of Caspase-8 and PKA in regulating neutrophil-derived microparticle generation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2016, Vol. 469, no. 4, pp. 917-922.

34. Monserrat J., de Pablo R., Diaz-Martín D., Rodríguez-Zapata M., de la Hera A., Prieto A., Alvarez-Mon M. Early alterations of B cells in patients with septic shock. Crit. Care, 2013, Vol. 17, no. 3, R105. doi: 10.1186/cc12750.

35. Mootien Y., Lavigne T., Grunebaum L., Lanza F., Gachet C., Freyssinet J.M., Toti F., Meziani F. Microparticles are new biomarkers of septic shock-induced disseminated intravascular coagulopathy. Intensive Care Med., 2013, Vol. 39, no. 10, pp. 1695-1703.

36. Mukhopadhyay P., Rajesh M., Pan H., Patel V., Mukhopadhyay B., Bátkai S., Gao B., Haskó G., Pacher P. Cannabinoid-2 receptor limits inflammation, oxidative/nitrosative stress and cell death in nephropathy. Free Radic. Biol. Med., 2010, Vol. 48, no. 3, pp. 457-467.

37. Noya V., Brossard N., Rodríguez E., Dergan-Dylon L.S., Carmona C., Rabinovich G.A., Freire T. A mucinlike peptide from Fasciola hepatica instructs dendritic cells with parasite specific Th1-polarizing activity. Sci. Rep., 2017, no. 7, 40615. doi: 10.1038/srep40615.

38. Oliva-Martin M.J., Sanchez-Abarca L.I., Rodhe J., Carrillo-Jimenez A., Vlachos P., Herrera A.J., GarciaQuintanilla A., Caballero-Velazquez T., Perez-Simon J.A., Joseph B., Venero J.L. Caspase-8 inhibition represses initial human monocyte activation in septic shock model. Oncotarget, 2016, Vol. 7, no. 25, pp. 37456-37470.

39. Pavon A., Binquet C., Kara F., Martinet O., Ganster F., Navellou J.C., Castelain V., Barraud D., Cousson J., Louis G., Perez P., Kuteifan K., Noirot A., Badie J., Mezher C., Lessire H., Quantin C., Abrahamowicz M., Quenot J.P. Profile of the risk of death after septic shock in the present era: an epidemiologic study. Crit. Care Med., 2013, Vol. 41, no. 11, pp. 2600-2609.

40. Pertwee R.G. Targeting the endocannabinoid system with cannabinoid receptor agonists: pharmacological strategies and therapeutic possibilities. Philos. Trans. R Soc. Lond. B Biol. Sci., 2012, Vol. 367, no. 1607, pp. 3353-3363.

41. Polat G., Ugan R.A., Cadirci E., Halici Z. Sepsis and septic shock: current treatment strategies and new approaches. Eurasian J. Med., 2017, Vol. 49, no. 1, pp. 53-58.

42. Póvoa P., Salluh J.I., Martinez M.L., Guillamat-Prats R., Gallup D., Al-Khalidi H.R., Thompson B.T., Ranieri V.M., Artigas A. Clinical impact of stress dose steroids in patients with septic shock: insights from the PROWESS-Shock trial. Crit. Care, 2015, Vol. 19, 193. doi: 10.1186/s13054-015-0921-x.

43. Quenot J.P., Binquet C., Kara F., Martinet O., Ganster F., Navellou J.C., Castelain V., Barraud D., Cousson J., Louis G., Perez P., Kuteifan K., Noirot A., Badie J., Mezher C., Lessire H., Pavon A. The epidemiology of septic shock in French intensive care units: the prospective multicenter cohort EPISS study. Crit. Care, 2013, Vol. 17, no. 2, R65. doi: 10.1186/cc12598.

44. Ramos-Benitez M.J., Ruiz-Jimenez C., Rosado-Franco J.J., Ramos-Pérez W.D., Mendez L.B., Osuna A., Espino A.M. Fh15 Blocks the lipopolysaccharide-induced cytokine storm while modulating peritoneal macrophage migration and CD38 expression within spleen macrophages in a mouse model of septic shock. mSphere, 2018, Vol. 3, no. 6, pii: e00548-18. doi: 10.1128/mSphere.00548-18.

45. Raymond S.L., Holden D.C., Mira J.C., Stortz J.A., Loftus T.J., Mohr A.M., Moldawer L.L., Moore F.A., Larson S.D., Efron P.A. Microbial recognition and danger signals in sepsis and trauma. Biochim. Biophys. Acta, 2017, no. 1863, pp. 2564-2573.

46. Riché F., Chousterman B.G., Valleur P., Mebazaa A., Launay J.M., Gayat E. Protracted immune disorders at one year after ICU discharge in patients with septic shock. Crit. Care, 2018, Vol. 22, no. 1, 42. doi: 10.1186/s13054017-1934-4.

47. Rosa R.G., Goldani L.Z. Aetiology of bacteraemia as a risk factor for septic shock at the onset of febrile neutropaenia in adult cancer patients. Biomed. Res. Int., 2014, Vol. 2014, 561020. doi: 10.1155/2014/561020.

48. Sakr Y., Dubois M.J., de Backer D., Creteur J., Vincent J.L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Crit. Care Med., 2004, Vol. 32, no. 9, pp. 1825-1831.

49. Sandquist M., Wong H.R. Biomarkers of sepsis and their potential value in diagnosis, prognosis and treatment. Expert Rev. Clin. Immunol., 2014, Vol. 10, no. 10, pp. 1349-1356.

50. Santos S.S., Carmo A.M., Brunialti M.K., Machado F.R., Azevedo L.C., Assunção M., Trevelin S.C., Cunha F.Q., Salomao R. Modulation of monocytes in septic patients: preserved phagocytic activity, increased ROS and NO generation, and decreased production of inflammatory cytokines. Intensive Care Med. Exp., 2016, Vol. 4, no. 1, 5. doi: 10.1186/s40635-016-0078-1.

51. Sardinha J., Kelly M.E., Zhou J., Lehmann C. Experimental cannabinoid 2 receptor-mediated immune modulation in sepsis. Mediators Inflamm., 2014, Vol. 2014, 978678. doi: 10.1155/2014/978678.

52. Shankar-Hari M., Phillips G.S., Levy M.L., Seymour C.W., Liu V.X., Deutschman C.S., Angus D.C., Rubenfeld G.D., Singer M. Sepsis definitions task force. Developing a new definition and assessing new clinical criteria for septic shock: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (Sepsis-3). JAMA, 2016, Vol. 315, no. 8, pp. 775-787.

53. Shin H.S., Xu F., Bagchi A., Herrup E., Prakash A., Valentine C., Kulkarni H., Wilhelmsen K., Warren S., Hellman J. Bacterial lipoprotein TLR2 agonists broadly modulate endothelial function and coagulation pathways in vitro and in vivo. J. Immunol., 2011, Vol. 186, no. 2, pp. 1119-1130.

54. Silk E., Zhao H., Weng H., Ma D. The role of extracellular histone in organ injury. Cell Death Dis., 2017, Vol. 8, no. 5, 2812. doi: 10.1038/cddis.2017.52.

55. Soethoudt M., Grether U., Fingerle J., Grim T.W., Fezza F., de Petrocellis L., Ullmer C., Rothenhäusler B., Perret C., van Gils N., Finlay D., MacDonald C., Chicca A., Gens M.D., Stuart J., de Vries H., Mastrangelo N., Xia L., Alachouzos G., Baggelaar M.P., Martella A., Mock E.D., Deng H., Heitman L.H., Connor M., di Marzo V., Gertsch J., Lichtman A.H., Maccarrone M., Pacher P., Glass M., van der Stelt M. Cannabinoid CB 2 receptor ligand profiling reveals biased signalling and off-target activity. Nat. Commun., 2017, no. 8, 13958. doi: 10.1038/ncomms13958.

56. Starosta V., Wu T., Zimman A., Pham D., Tian X., Oskolkova O., Bochkov V., Berliner J.A., Birukova A.A., Birukov K.G. Differential regulation of endothelial cell permeability by high and low doses of oxidized 1-palmitoyl2-arachidonyl-sn-glycero-3-phosphocholine. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol., 2012, Vol. 46, no. 3, pp. 331-341.

57. Stiel L., Delabranche X., Galoisy A.C., Severac F., Toti F., Mauvieux L., Meziani F., Boisramé-Helms J. Neutrophil Fluorescence: a new indicator of cell activation during septic shock-induced disseminated intravascular coagulation. Crit. Care Med., 2016, Vol. 44, no. 11, pp. 1132-1136.

58. Szatmary P., Huang W., Criddle D., Tepikin A., Sutton R. Biology, role and therapeutic potential of circulating histones in acute inflammatory disorders. J. Cell. Mol. Med., 2018, Vol. 22, no. 10, pp. 4617-4629.

59. Thooft A., Favory R., Salgado D.R., Taccone F.S., Donadello K., de Backer D., Creteur J., Vincent J.L. Effects of changes in arterial pressure on organ perfusion during septic shock. Crit. Care, 2011, Vol. 15, no. 5, R222. doi: 10.1186/cc10462.

60. Tschöp J., Kasten K.R., Nogueiras R., Goetzman H.S., Cave C.M., England L.G., Dattilo J., Lentsch A.B., Tschöp M.H., Caldwell C.C. The cannabinoid receptor 2 is critical for the host response to sepsis. J. Immunol., 2009, Vol. 183, no. 1, pp. 499-505.

61. Vallabhajosyula S., Jentzer J.C., Kotecha A.A., Murphree Jr., Barreto E.F., Khanna A.K., Iyer V.N. Development and performance of a novel vasopressor-driven mortality prediction model in septic shock. Ann. Intensive Care, 2018, Vol. 8, no. 1, 112. doi: 10.1186/s13613-018-0459-6.

62. Vaure C., Liu Y. A comparative review of Toll-like receptor 4 expression and functionality in different animal species. Front. Immunol., 2014, no. 5, 316. doi: 10.3389/fimmu.2014.00316.

63. Venkatesh B., Finfer S., Cohen J., Rajbhandari D., Arabi Y., Bellomo R., Billot L., Correa M., Glass P., Harward M., Joyce C., Li Q., McArthur C., Perner A., Rhodes A., Thompson K., Webb S., Myburgh J.; ADRENAL Trial Investigators and the Australian–New Zealand Intensive Care Society Clinical Trials Group. Adjunctive glucocorticoid therapy in patients with septic shock. N. Engl. J. Med., 2018, Vol. 378, no. 9, pp. 797-808.

64. Wilson J.K., Zhao Y., Singer M., Spencer J., Shankar-Hari M. Lymphocyte subset expression and serum concentrations of PD-1/PD-L1 in sepsis – pilot study. Crit. Care, 2018, no. 22, 95. doi: 10.1186/s13054-018-2020-2.

65. Wojewoda C. Pathology consultation on matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry for microbiology. Am. J. Clin. Pathol., 2013, Vol. 140, no. 2, pp. 143-148.

66. Wong C.H.Y., Jenne C.N., Petri B., Chrobok N.L., Kubes P. Nucleation of platelets with bloodborne pathogens on Kupffer cell precedes other innate immunity and contributes to bacterial clearance. Nat. Immunol., 2013, Vol. 14, no. 8, pp. 785-792.

67. Wong H.R., Cvijanovich N.Z., Anas N., Allen G.L., Thomas N.J., Bigham M.T., Weiss S.L., Fitzgerald J., Checchia P.A., Meyer K., Quasney M., Hall M., Gedeit R., Freishtat R.J., Nowak J., Raj S.S., Gertz S., Howard K., Harmon K., Lahni P., Frank E., Hart K.W., Lindsell C.J. Prospective testing and redesign of a temporal biomarker based risk model for patients with septic shock: implications for septic shock biology. EBioMedicine, 2015, Vol. 2, no. 12, pp. 2087-2093.

68. Xu J., Zhang X., Monestier M., Esmon N.L., Esmon C.T. Extracellular histones are mediators of death through TLR2 and TLR4 in mouse fatal liver injury. J. Immunol., 2011, Vol. 187, no. 5, pp. 2626-2631.

69. Yealy D.M., Kellum J.A., Huang D.T., Barnato A.E., Weissfeld L.A., Pike F., Terndrup T., Wang H.E., Hou P.C., LoVecchio F., Filbin M.R., Shapiro N.I., Angus D.C. A randomized trial of protocol-based care for early septic shock. N. Engl. J. Med., 2014, Vol. 370, no. 18, pp. 1683-1693.

70. Yi Y.S. Regulatory Roles of the caspase-11 non-canonical inflammasome in inflammatory diseases. Immune Netw., 2018, Vol. 18, no. 6, e41. doi: 10.4110/in.2018.18.e41.

71. Zhang H.X., Liu S.J., Tang X.L. H2 S attenuates LPS-induced acute lung injury by reducing oxidative/nitrative stress and inflammation. Cell. Physiol. Biochem., 2016, Vol. 40, no. 6, pp. 1603-1612.

72. Zhao T., Pan B., Alam H.B., Liu B., Bronson R.T., Deng Q., Wu E., Li Y. Protective effect of Cl-amidine against CLP-induced lethal septic shock in mice. Sci. Rep., 2016, no. 6, 36696. doi: 10.1038/srep36696.

73. Zhou J., Burkovskiy I., Yang H., Sardinha J., Lehmann C. CB2 and GPR55 receptors as therapeutic targets for systemic immune dysregulation. Front. Pharmacol., 2016, Vol. 7, 264. doi: 10.3389/fphar.2016.00264.


Дополнительные файлы

1. Неозаглавлен
Тема
Тип Прочее
Скачать (11KB)    
Метаданные
2. Неозаглавлен
Тема
Тип Прочее
Скачать (198KB)    
Метаданные
3. Неозаглавлен
Тема
Тип Прочее
Скачать (12KB)    
Метаданные
4. Неозаглавлен
Тема
Тип Прочее
Скачать (17KB)    
Метаданные
5. Неозаглавлен
Тема
Тип Прочее
Скачать (79KB)    
Метаданные
6. Метаданные
Тема Отредактированные
Тип Прочее
Скачать (12KB)    
Метаданные
7. Метаданные
Тема
Тип Прочее
Скачать (12KB)    
Метаданные
8. Подписи авторов
Тема
Тип Прочее
Скачать (201KB)    
Метаданные
9. Септический шок: перспективные методы диагностики и лечения на основе иммунопатогенеза
Тема Новая версия статьи
Тип Новая версия статьи
Скачать (141KB)    
Метаданные
10. Септический шок: перспективные методы диагностики и лечения на основе иммунопатогенеза
Тема
Тип Прочее
Скачать (141KB)    
Метаданные
11. Литература
Тема
Тип Прочее
Скачать (74KB)    
Метаданные

Для цитирования:


Гоманова Л.И. Септический шок: перспективные методы диагностики и лечения на основе иммунопатогенеза. Медицинская иммунология. 2020;22(3):459-472. https://doi.org/10.15789/1563-0625-SSP-1862

For citation:


Gomanova L.I. Septic shock: perspective methods of diagnostics and therapy based on immunopathogenesis. Medical Immunology (Russia). 2020;22(3):459-472. (In Russ.) https://doi.org/10.15789/1563-0625-SSP-1862

Просмотров: 124


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1563-0625 (Print)
ISSN 2313-741X (Online)