Субпопуляционный состав лимфоцитов периферической крови при COVID-19

Патогенез тяжелой коронавирусной инфекции COVID-19 ассоциирован с активацией иммунной системы, цитокиновым штормом, нарушением гемостаза крови, микрососудистым тромбозом, ишемией органов и синдромом полиорганной дисфункции. Роль различных субпопуляций при COVID-19 до сих пор дискутируется. Целью исследования являлся анализ субпопуляционного состава лимфоцитов периферической крови больных COVID-19 по сравнению со здоровыми донорами. В исследование включили 20 больных COVID-19 (11 мужчин и 9 женщин) и 26 здоровых доноров. Средний возраст больных составил 52 и 56 лет соответственно. Лимфоциты периферической крови выделяли на градиенте фиколла. Клетки окрашивали антителами к основным популяциям лимфоцитов, маркерам эндотелиальных клеток и апоптоза. Анализ проводили методом проточной цитометрии. Клинические данные получены стандартными лабораторными методами. Результаты показали, что у всех больных были повышены C-реактивный белок (в 14-35 раз), ферритин (в 1,2-13 раз), D-Димеры (в 1,2-90 раз). У 55% мужчин наблюдали снижение абсолютного числа лимфоцитов, у женщин этот показатель находился на нижней границе нормы. Цитометрический анализ показал, что среди лимфоцитов периферической крови доля функциональных клеток, экспрессирующих маркер CD45, у 70% больных составляла от 2 до 12% при 80-99% у всех доноров. Доля CD45⁺ лимфоцитов достоверно коррелировала с уровнем гемоглобина, но не с уровнями воспалительных биохимических маркеров. Среди функциональных лимфоцитов больных наблюдали снижение доли CD3⁺, CD4⁺, CD8⁺Т-клеток, увеличение доли натуральных киллеров CD56⁺ и уровня апоптотических клеток AnnexinV⁺, но не было изменения в доле В-клеток CD19 и HLA-DR⁺. Анализ субпопуляций ЛЦ, не экспрессирующих маркер CD45, показал наличие в этой фракции всех популяций лимфоцитов со сниженной экспрессией CD4, CD8, CD19, CD56 и других в крови больных и доноров. Отличием между больными и донорами был высокий процент эндотелиальных клеток, экспрессирующих маркер CD62P.

Определение лабораторными методами количества лимфоцитов в крови больных COVID-19 не отражает реальную картину тяжести заболевания и требует определения доли функциональных клеток, экспрессирующих CD45.

1. Borges L., Pithon-Curi T.C., Curi R., Hatanaka E. COVID-19 and neutrophils: the relationship between hyperinflammation and neutrophil extracellular traps. Mediators Inflamm., 2020, Vol. 2020, 8829674. https://doi.org/10.1155/2020/8829674.

2. Cao X. COVID-19: immunopathology and its implications for therapy. Nat. Rev. Immunol., 2020, Vol. 20, pp. 269-270.

3. Chen H., Liu W., Wang Y., Liu D., Zhao L., Yu J. SARS-CoV-2 activates lung epithelial cell proinflammatory signaling and leads to immune dysregulation in COVID-19 patients. EBioMedicine, 2021, Vol. 70, 103500. https://doi.org/10.1016/j.ebiom.2021.103500.

4. Chua R.L., Lukassen S., Trump S., Hennig B.P., Wendisch D., Pott F., Debnath O., Thürmann L., Kurth F., Völker M.T., Kazmierski J., Timmermann B., Twardziok S., Schneider S., Machleidt F., Müller-Redetzky H., Maier M., Krannich A., Schmidt S., Balzer F., Liebig J., Loske J., Suttorp N., Eils J., Ishaque N., Liebert U.G., von Kalle C., Hocke A., Witzenrath M., Goffinet C., Drosten C., Laudi S., Lehmann I., Conrad C., Sander L.E., Eils R. COVID-19 severity correlates with airway epithelium-immune cell interactions identified by single-cell analysis. Nat. Biotechnol., 2020, Vol. 38, no. 8, pp. 970-979.

5. Desai D.M., Sap J., Silvennoinen O., Schlessinger J., Weiss A. The catalytic activity of the CD45 membrane-proximal phosphatase domain is required for TCR signaling and regulation. EMBO J., 1994, Vol. 13, no. 17, pp. 4002-4010.

6. Ghanem M., Homps-Legrand M., Garnier M., Morer L., Goletto T., Frija-Masson J., Wicky P.H., Jaquet P., Bancal C., Hurtado-Nedelec M., de Chaisemartin L., Jaillet M., Mailleux A., Quesnel C., Poté N., Debray M.P., de Montmollin E., Neukirch C., Borie R., Taillé C., Crestani B.; French COVID Cohort Study Group. Blood fibrocytes are associated with severity and prognosis in COVID-19 pneumonia. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol., 2021, Vol. 321, no. 5, pp. L847-L858.

7. Grant R.A., Morales-Nebreda L., Markov N.S., Swaminathan S., Querrey M., Guzman E.R., Abbott D.A., Donnelly H.K., Donayre A., Goldberg I.A., Klug Z.M., Borkowski N., Lu Z., Kihshen H., Politanska Y., Sichizya L., Kang M., Shilatifard A., Qi C., Lomasney J.W., Argento A.C., Kruser J.M., Malsin E.S., Pickens C.O., Smith S.B., Walter J.M., Pawlowski A.E., Schneider D., Nannapaneni P., Abdala-Valencia H., Bharat A., Gottardi C.J., Budinger G.R.S., Misharin A.V., Singer B.D., Wunderink R.G.; NU SCRIPT Study Investigators. Circuits between infected macrophages and T cells in SARS-CoV-2 pneumonia. Nature, 2021, Vol. 590, no. 7847, pp. 635-641.

8. Hermiston M.L., Xu Z., Weiss A. CD45: A critical regulator of signaling thresholds in immune cells. Annu. Rev. Immunol., 2003, Vol. 21, pp. 107-137.

9. Hermiston M.L., Zikherman J., Zhu J.W. CD45, CD148, and Lyp/Pep: Critical phosphatases regulating Src family kinase signaling networks in immune cells. Immunol. Rev., 2009, Vol. 228, pp. 288-311.

10. Huang L., Shi Y., Gong B., Jiang L., Zhang Z., Liu X., Yang J., He Y., Jiang Z., Zhong L., Tang J., You C., Jiang Q., Long B., Zeng T., Luo M., Zeng F., Zeng F., Wang S., Yang X., Yang Z. Dynamic blood single-cell immune responses in patients with COVID-19. Signal Transduct. Target. Ther., 2021, Vol. 6, no. 1, pp. 110. https://doi.org/10.1038/s41392-021-00526-2.

11. Ince C., Mayeux P.R., Nguyen T., Gomez H., Kellum J.A., Ospina-Tascón G.A., Hernandez G., Murray P., de Backer D; ADQI XIV Workgroup. The endothelium in sepsis. Shock, 2016, Vol. 45, no. 3, pp. 259-270.

12. Jin M., Shi N., Wang M., Shi C., Lu S., Chang Q., Sha S., Lin Y., Chen Y., Zhou H., Liang K., Huang X., Shi Y., Huang G. CD45: a critical regulator in immune cells to predict severe and non-severe COVID-19 patients. Aging (Albany NY), 2020, Vol. 12, no. 20, pp. 19867-19879.

13. Klebanoff C.A., Gattinoni L., Torabi-Parizi P., Kerstann K., Cardones A.R., Finkelstein S.E., Palmer D.C., Antony P.A., Hwang S.T., Rosenberg S.A., Waldmann T.A., Restifo N.P. Central memory self/tumor-reactive CD8+ T cells confer superior antitumor immunity compared with effector memory T cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2005, Vol. 102, no. 27, pp. 9571-9576.

14. Kreutmair S., Unger S., Núñez N.G., Ingelfinger F., Alberti C., de Feo D., Krishnarajah S., Kauffmann M., Friebel E., Babaei S., Gaborit B., Lutz M., Jurado N.P., Malek N.P., Goepel S., Rosenberger P., Häberle H.A., Ayoub I., Al-Hajj S., Nilsson J., Claassen M., Liblau R., Martin-Blondel G., Bitzer M., Roquilly A., Becher B. Distinct immunological signatures discriminate severe COVID-19 from non-SARS-CoV-2-driven critical pneumonia. Immunity, 2021, Vol. 54, no. 7, pp. 1578-1593.e5.

15. Miesbach W., Makris M. COVID-19: coagulopathy, risk of thrombosis, and the rationale for anticoagulation. Clin. Appl. Thromb. Hemost., 2020, Vol. 26, 1076029620938149. https://doi.org/10.1177/1076029620938149.

16. Palacios E.H., Weiss A. Function of the Src-family kinases, Lck and Fyn, in T-cell development and activation. Oncogene, 2004, Vol. 23, pp. 7990-8000.

17. Ryan U.S., Ryan J.W., Whitaker C., Chiu A. Localization of angiotensin converting enzyme (kininase II). II. Immunocytochemistry and immunofluorescence. Tissue Cell, 1976, Vol. 8, no. 1, pp. 125-145.

18. Sallusto F., Geginat J., Lanzavecchia A. Central memory and effector memory T cell subsets: function, generation, and maintenance. Annu. Rev. Immunol., 2004, Vol. 22, pp. 745-763.

19. Vanderbeke L., van Mol P., van Herck Y., de Smet F., Humblet-Baron S., Martinod K., Antoranz A., Arijs I., Boeckx B., Bosisio F.M., Casaer M., Dauwe D., de Wever W., Dooms C., Dreesen E., Emmaneel A., Filtjens J., Gouwy M., Gunst J., Hermans G., Jansen S., Lagrou K., Liston A., Lorent N., Meersseman P., Mercier T., Neyts J., Odent J., Panovska D., Penttila P.A., Pollet E., Proost P., Qian J., Quintelier K., Raes J., Rex S., Saeys Y., Sprooten J., Tejpar S., Testelmans D., Thevissen K., van Buyten T., Vandenhaute J., van Gassen S., Velásquez Pereira L.C., Vos R., Weynand B., Wilmer A., Yserbyt J., Garg A.D., Matthys P., Wouters C., Lambrechts D., Wauters E., Wauters J. Monocyte-driven atypical cytokine storm and aberrant neutrophil activation as key mediators of COVID-19 disease severity. Nat. Commun., 2021, Vol. 12, no. 1, 4117. https://doi.org/10.1038/s41467-021-24360-w.

20. Winheim E., Rinke L., Lutz K., Reischer A., Leutbecher A., Wolfram L., Rausch L., Kranich J., Wratil P.R., Huber J.E., Baumjohann D., Rothenfusser S., Schubert B., Hilgendorff A., Hellmuth J.C., Scherer C., Muenchhoff M., von Bergwelt-Baildon M., Stark K., Straub T., Brocker T., Keppler O.T., Subklewe M., Krug A.B. Impaired function and delayed regeneration of dendritic cells in COVID-19. PLoS Pathog., 2021, Vol. 17, no. 10, e1009742. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1009742.

21. Zhao X.N., You Y., Cui X.M., Gao H.X., Wang G.L., Zhang S.B., Yao L., Duan L.J., Zhu K.L., Wang Y.L., Li L., Lu J.H., Wang H.B., Fan J.F., Zheng H.W., Dai E.H., Tian L.Y., Ma M.J. Single-cell immune profiling reveals distinct immune response in asymptomatic COVID-19 patients. Signal Transduct. Target. Ther., 2021, Vol. 6, no. 1, 342. https://doi.org/10.1038/s41392-021-00753-7.