Влияние макрофагов на инсулинсинтезирующую систему в норме и при аллоксановом диабете

Инсулин-синтезирующие клетки (ИСК) поджелудочной железы локализованы как в ее островках, так и экзокринной части в виде одиночных клеток или агломератов. ИСК различаются своими морфофункциональными характеристиками в зависимости от особенностей микроокружения. В формировании их микроокружения участвуют в том числе резидентные макрофаги. Цель – оценить влияние функциональной активности макрофагов на инсулин-синтезирующую систему (панкреатический островок, агломераты и отдельно лежащие инсулин-синтезирующие клетки) в норме и при аллоксановом диабете.

Аллоксановый диабет вызывали у половозрелых крыс самцов линии «Вистар» внутрибрюшинным введением аллоксана (30 мг/100 г). Моделирование функциональной активности макрофагов осуществлялось противовоспалительным препаратом аминофталгидразида (АФГ). В крови экспериментальных животных анализировали содержание инсулина, глюкозы и гликозилированного гемоглобина. В гомогенате поджелудочной железы определяли уровень IL-1α, TNFα и IFNγ. На гистологических препаратах органа подсчитывали содержание макрофагов в островковой и экзокринной частях, а также количество панкреатических островков, агломератов и одиночных ИСК. Определяли уровень пролиферации (insulin+Ki-67+), апоптотоза (TUNEL+insulin+) и содержание инсулина (по интенсивности его флюоресценции) ИСК различной локализации. Все панкреатические островки были разделены на 3 типа по интенсивности флюоресценции инсулина – островки с высоким, средним и низким уровнем флюоресценции.

У здоровых крыс иммуномодуляция снижает общий уровень IL-1α в паренхиме поджелудочной железы без изменения общих показателей углеводного обмена. В экзокринной части органа увеличивается содержание одиночных ИСК в протоковом эпителии и повышается пролиферация ИСК агломератов. В панкреатических островках растет интенсивность апоптоза β-клеток. Уменьшается доля островков с высоким уровнем флюоресценции инсулина и увеличивается доля со средним его уровнем. При этом в первых плотность макрофагов и пролиферация β-клеток ниже, а апоптоз выше чем у интактных животных. В островках с низким содержанием инсулина иммунномодуляция не вы зывает изменений морфологических характеристик. Введение АФГ при аллоксановом диабете способствует значительному снижению концентрации IFNγ в тканях железы, стабилизирует содержание IL-1α, при этом уменьшается апоптоз ИСК и макрофагальная инфильтрация во всех отделах железы. В протоковом эпителии сохраняется большое количество одиночных ИСК с высокой синтетической активностью, увеличивается число агломератов и их клеточность. В островках увеличивается количество делящихся β-клеток.

Модуляция функциональной активности макрофагов поджелудочной железы в физиологических условиях оказывает разнонаправленное влияние на инсулин-синтезирующие клетки в зависимости от их локализации. В экзокринной части органа, где располагаются М2-макрофаги, наблюдается активация дифференцировки и пролиферации предшественников ИСК. В то время как в островках, где присутствуют М1-макрофаги, усиливается апоптоз β-клеток. При аллоксановом диабете иммуномодуляция способствует снижению деструкции инсулиноцитов на фоне высокой интенсивности их пролиферации. Гетерогенность реакции ИСК на изменение микроокружения зависит от их синтетической активности. У здоровых крыс в островках с высоким уровнем флюоресценции инсулина повышается уровень апоптоза и снижается пролиферация β-клеток, в то время как морфофункциональные характеристики островков с низким уровнем флюоресценции инсулина не меняются. При аллоксановом диабете в островках с высокими показателями флюоресценции преобладает апоптоз, а в островках с низким содержанием инсулина – пролиферация β-клеток.

1. Абидов М.Т. Иммунотропная активность тамерита // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2000. Приложение 3. С. 11-19.

2. Амчиславский Е.И., Соколов Д.И., Старикова Э.А., Фрейдлин И.С. Цитокиновый контроль ангиогенеза // Медицинская иммунология, 2003. Т. 5, № 5-6. С. 493-506.

3. Булавинцева Т.С., Юшков Б.Г., Данилова И.Г. Морфофункциональная характеристика инсулин-синтезирующих клеток различной локализации в поджелудочной железе интактных крыс // Цитология, 2022. Т. 64, № 1. С. 70-76.

4. Булавинцева Т.С., Юшков Б.Г., Соколова К.В., Данилова И.Г. Особенности развития компенсаторных процессов в инсулинсинтезирующей системе при аллоксановом диабете // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова, 2018. Т. 104, № 11. С. 1291-1300.

5. Медведева С.Ю., Булавинцева Т.С., Данилова И.Г., Гетте И.Ф., Сенцов В.Г. Токсическое действие аллоксана в динамике развития аллоксанового диабета // Вестник уральской медицинской академической науки, 2012. № 3. C. 30-33.

6. Можейко Л.А. Эндокринно-экзокринные взаимоотношения поджелудочной железы: история вопроса. Журнал Гродненского государственного медицинского университета, 2007. № 3. С. 7-11.

7. Яглов В.В., Яглова Н.В. Актуальные проблемы биологии ациноостровковых клеток поджелудочной железы // Вестник Российской АМН, 2010. № 7. С. 28-35.

8. Alrdahe S., Sadoun H.A., Torbica T., McKenzie E.A., Bowling F.L., Boulton A.J.M., Mace K.A. Dysregulation of macrophage development and phenotype in diabetic human macrophages can be rescued by Hoxa3 protein transduction. PLoS One, 2019, Vol. 14, no. 10, e0223980. doi: 10.1371/journal.pone.0223980.

9. Beamish C.A., Strutt B.J., Arany E.J., Hill D.J. Insulin-positive, Glut2-low cells present within mouse pancreas exhibit lineage plasticity and are enriched within extra-islet endocrine cell clusters. Islets, 2016, Vol. 8, no. 3, pp. 65-82.

10. Brammer R.D., Bramhall S.R., Eggo M.C. Endostatin expression in pancreatic tissue is modulated by elastase. Br. J. Cancer, 2005, no. 92, pp. 89-93.

11. Burke S.J, Batdorf H.M., Burk D.H., Martin T.M., Mendoza T., Stadler K., Alami W., Karlstad M.D., Robson M.J., Blakely R.D., Mynatt R.L., Collier J.J. Pancreatic deletion of the interleukin-1 receptor disrupts whole body glucose homeostasis and promotes islet β-cell de-differentiation. Mol. Metab., 2018, Vol. 14, pp. 95-107.

12. Calderon B., Carrero J.A., Ferris S.T., Sojka D.K., Moore L., Epelman S., Murphy K.M., Yokoyama W.M., Randolph G.J., Unanue E.R. The pancreas anatomy conditions the origin and properties of resident macrophages. J. Exp. Med., 2015, Vol. 212, no. 10, pp. 1497-1512.

13. Calderon B., Suri A., Miller M.J., Unanue E.R. Dendritic cells in islets of Langerhans constitutively present cell-derived peptides bound to their class II MHC molecules. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2008, Vol. 105, no. 16, pp. 6121-6126.

14. Carreroa J.A., McCarthya D.P., Ferrisa S.T., Wana X., Hua H., Zinselmeyera B.H., Vomunda A.N., Unanue E.R. Resident macrophages of pancreatic islets have a seminal role in the initiation of autoimmune diabetes of NOD mice. PANS, 2017, Vol. 114, no. 48, pp. E10418-E10427.

15. Collier J.J., Batdorf H.M., Martin T.M., Rohli K.E., Burk D.H., Lu D., Cooley C.R., Karlstad M.D., Jackson J.W., Sparer T.E., Zhang J., Mynatt R.L., Burke S.J. Pancreatic, but not myeloid-cell, expression of interleukin-1alpha is required for maintenance of insulin secretion and whole body glucose homeostasis. Mol. Metab., 2021, Vol. 44, 101140. doi: 10.1016/j.molmet.2020.101140.

16. Cosentino C., Regazzi R. Crosstalk between macrophages and pancreatic β-Cells in islet development, homeostasis and disease. Int. J. Mol. Sci. 2021,Vol. 22, no. 4, 1765. doi: 10.3390/ijms22041765.

17. de França Carvalho C.P., Martins J.C.R., da Cunha D.A., Boschero A.C., Collares-Buzato C.B. Histomorphology and ultrastructure of pancreatic islet tissue during in vivo maturation of rat pancreas. Anat. Anz., 2006, Vol. 188, no. 3, pp. 221-234.

18. Desgraz R., Bonal C., Herrera P.L. β-cell regeneration: the pancreatic intrinsic faculty. Trends Endocrinol. Metab, 2011, Vol. 22, no. 1, pp. 34-43.

19. Dror E., Dalmas E., Meier D.T., Wueest S., Thévenet J., Thienel C., Timper K., Nordmann T.M., Traub S., Schulze F., Item F., Vallois D., Pattou F., Kerr-Conte J., Lavallard V., Berney T., Thorens B., Konrad D., BöniSchnetzler M., Donath M.Y. Postprandial macrophage-derived IL-1β stimulates insulin, and both synergistically promote glucose disposal and inflammation. Nat. Immunol., 2017, Vol. 18, no. 3, pp. 283-292.

20. El-Gohary Y., Sims-Lucas S., Lath N., Tulachan S., Guo P., Xiao X., Welsh C., Paredes J., Wiersch J., Prasadan K., Shiota C., Gittes G.K. Three-dimensional analysis of the islet vasculature. Anatom. Record, 2012, Vol. 295, no. 9, pp. 1473-1481.

21. Gaur U., Aggarwal B.B. Regulation of proliferation, survival and apoptosis by members of the TNF superfamily. Biochem. Pharmacol., 2003, Vol. 66, pp. 1403-1408.

22. Inoue H., Shirakawa J., Togashi Y., Tajima K., Okuyama T., Kyohara M., Tanaka Y., Orime K., Saisho Y., Yamada T., Shibue K., Kulkarni R.N., Terauchi Y. Signaling between pancreatic β cells and macrophages via S100 calcium-binding protein A8 exacerbates β-cell apoptosis and islet inflammation. J. Biol. Chem., 2018, Vol. 293, no. 16, pp. 5934-5946.

23. Jukić T., Abidov M., Ihan A. A tetrahydrophthalazine derivative ‘‘sodium nucleinate” exerts a potent suppressive effect upon LPS-stimulated mononuclear cells in vitro and in vivo. Coll. Antropol., 2011, Vol. 35, no. 4, pp. 1219-1223.

24. Kumar G.L., Rudbeck L. Education guide. Immunohistochemical (IHC) staining methods. California: Dako North, 2009. 218 p.

25. Kumar P., Swain M.M., Pal A. Hyperglycemia-induced inflammation caused down-regulation of 8-oxoGDNA glycosylase levels in murine macrophages is mediated by oxidative-nitrosative stress-dependent pathways. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2016, Vol. 73, pp. 82-98.

26. Lu J., Liu J., Li L., Lan Y., Liang Y. Cytokines in type 1 diabetes: mechanisms of action and immunotherapeutic targets. Clin. Transl. Immunol., 2020, Vol. 9, no. 3, e1122. doi: 10.1002/cti2.1122.

27. Lu J., Jaafer R., Bonnavion R., Bertolino P., Zhang C.-X. Transdifferentiation of pancreatic α-cells into insulinsecreting cells: From experimental models to underlying mechanisms. World J. Diabetes, 2014, Vol. 5, no. 6, pp. 847-853.

28. Lungu G., Kuang X., Stoica G., Wong P.K. Monosodium luminol upregulates the expression of Bcl-2 and VEGF in retrovirus-infected mice through downregulation of corresponding miRNAs. Acta Virol., 2010, Vol. 54, no. 1, pp. 27-32.

29. Luo X., Tarbell K.V., Yang H., Pothoven K., Bailey S.L., Ding R., Steinman R.M., Suthanthiran M. Dendritic cells with TGF-β1 differentiate naïve CD4+CD25- T-cells in to islet-protective Foxp3+ regulatory T-cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2007, Vol. 104, no. 8, pр. 2821-2826.

30. Maedler K., Sergeev P., Ris F., Oberholzer J., Joller-Jemelka H.I., Spinas G.A., Kaiser N., Halban P.A., Donath M.Y. Glucose-induced beta cell production of IL-1beta contributes to glucotoxicity in human pancreatic islets. J. Clin. Invest., 2002, Vol. 110, no. 6, pp. 851-860.

31. Malka D., Vasseur S., Bödeker H., Ortiz E.M., Dusetti N.J., Verrando P., Dagorn J.C., Iovanna J.L. Tumor necrosis factor alpha triggers antiapoptotic mechanisms in rat pancreatic cells through pancreatitis-associated protein I activation. Gastroenterology, 2000, Vol. 119, no. 3, pp. 816-828.

32. Merkwitz C., Blaschuk O.W., Schulz A., Lochhead P., Meister J., Ehrlich A., Ricken A.M. The ductal origin of structural and functional heterogeneity between pancreatic islets. Prog. Histochem. Cytochem., 2013, Vol. 48, pp. 103-140

33. Thomas H.E., Darwiche R., Corbett J.A., Kay T.W. Interleukin-1 plus gamma-interferon-induced pancreatic beta-cell dysfunction is mediated by beta-cell nitric oxide production. Diabetes, 2002, Vol. 51, no. 2, pp. 311-316.

34. van Gassen N., Staels W., van Overmeire E., de Groef S., Sojoodi M., Heremans Y., Leuckx G., van de Casteele M., van Ginderachter J.A., Heimberg H., de Leu N. Concise review: macrophages: versatile gatekeepers during pancreatic β-cell development, injury, and regeneration. Stem Cells Transl. Med., 2015, Vol. 4, no. 6, pp. 555-563.

35. Vomund A.N., Zinselmeyer B.H., Hughes J., Calderon B., Valderrama C., Ferris S.T., Wan X., Kanekura K., Carrero J.A., Urano F., Unanue E.R. Beta cells transfer vesicles containing insulin to phagocytes for presentation to T cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2015, Vol. 112, no. 40, pp. E5496-5502.

36. Xiao X., Gittes G.K. Concise review: new insights into the role of macrophages in β-cell proliferation. Stem Cells Transl. Med., 2015, Vol. 4, pp. 655-658.

37. Xiu F., Stanojcic M., Diao L., Jeschke M.G. Stress hyperglycemia, insulin treatment, and innate immune cells. Int. J. Endocrinol., 2014, Vol. 2014, 486403. doi: 10.1155/2014/486403.