Экспрессия и функция рецепторов формилированных пептидов в гранулоцитах больных ревматоидным артритом

Рецепторы формилированных пептидов (FPR) являются важной частью врожденного иммунитета и участвуют в реализации противомикробных функций фагоцитов, таких как хемотаксис, секреторная дегрануляция и респираторный взрыв. Эти ответы фагоцитов реализуются как при остром, так и при системном хроническом воспалении. Избыточное либо постоянное высвобождение провоспалительных лигандов ведет к предактивации фагоцитов, когда последующая стимуляция вызывает более интенсивный клеточный ответ. Связывание рецептора формилированных пептидов агонистом активирует продукцию активных форм кислорода в результате запуска фосфорилирования цитоплазматических субъединиц p47phox и p67phox с последующей их транслокацией к плазматической мембране и сборкой NADPH-оксидазного комплекса. Ревматоидный артрит характеризуется дисбалансом иммунных процессов и аутоиммунной реакцией против тканей суставов. Известно, что при различных патологиях, включая ревматоидный артрит, гранулоциты продуцируют повышенные количества радикалов кислорода. Мы предполагаем, что одним из механизмов такого усиления может быть повышенная экспрессия рецепторов формилированных пептидов или компонентов сигнального пути FPR/PKC/NOX2. Целью настоящего исследования было изучение экспрессии мРНК генов рецепторов формилированных пептидов fpr1/fpr2 и FPR-зависимой продукции активных форм кислорода изолированными гранулоцитами периферической крови больных ревматоидным артритом. Объектом исследования были изолированные гранулоциты периферической крови, было проанализировано 166 и 85 образцов пациентов с ревматоидным артритом и здоровых доноров, соответственно. Продукция активных форм кислорода оценивалась с помощью люминол-зависимой хемилюминесценции. Для активации FPR1 использовали формилированный пептид fMLF в концентрации, ответ на который полностью ингибировался при предварительной обработке клеток антагонистом FPR1 N-t-boc-MLF. Активацию FPR2 осуществляли синтетическим пептидом WKYMVM, специфическим агонистом рецептора FPR2. Для больных ревматоидным артритом выявлено повышение уровня спонтанной и вызванной форболовым эфиром продукции активных форм кислорода изолированными гранулоцитами периферической крови, что отражает предактивированное состояние фагоцитов при ревматоидном артрите. Мы обнаружили, что у пациентов повышена FPR1-опосредованная продукция радикалов кислорода и экспрессия мРНК гена рецептора FPR1 в гранулоцитах крови. Усиление оксидазной функции может быть также связано с конститутивной активацией пути FPR1/PKC/NOX2 в виду положительной корреляции этих процессов. Продукция активных форм кислорода, вызванная стимуляцией рецептора FPR2, также повышена, однако ее нельзя объяснить гиперэкспрессией мРНК рецептора или активацией PKC/NOX2, что требует дальнейшего изучения. Установление механизмов регуляции сигнальных каскадов FPR1 и FPR2 может выявить новые мишени для противоревматоидной терапии.

1. Ahmed M., Kim D.R. pcr: an R package for quality assessment, analysis and testing of qPCR data. PeerJ, 2018, Vol. 6, e4473. doi: 10.7717/peerj.4473.

2. Aletaha D., Neogi T., Silman A.J., Funovits J., Felson D.T., Bingham C.O., 3rd, Birnbaum N.S., Burmester G.R., Bykerk V.P., Cohen M.D., Combe B., Costenbader K.H., Dougados M., Emery P., Ferraccioli G., Hazes J.M., Hobbs K., Huizinga T.W.J., Kavanaugh A., Kay J., Kvien T.K., Laing T., Mease P., Menard H.A., Moreland L.W., Naden R.L., Pincus T., Smolen J.S., Stanislawska-Biernat E., Symmons D., Tak P. P., Upchurch K.S., Vencovsky J., Wolfe F., Hawker G. 2010 Rheumatoid arthritis classification criteria: an American College of Rheumatology/ European League Against Rheumatism collaborative initiative. Arthritis Rheum., 2010, Vol. 62, no. 9, pp. 2569-2581.

3. Arleevskaya M. I., Gabdoulkhakova A.G., Filina Y.V., Miftakhova R.R., Bredberg A., Tsybulkin A.P. A transient peak of infections during onset of rheumatoid arthritis: a 10-year prospective cohort study. BMJ Open, 2014, Vol. 4, no. 8, e005254. doi: 10.1136/bmjopen-2014-005254.

4. Arleevskaya M.I., Shafigullina A.Z., Filina Y.V., Lemerle J., Renaudineau Y. Associations between viral infection history symptoms, granulocyte reactive oxygen species activity, and active rheumatoid arthritis disease in untreated women at onset: results from a longitudinal cohort study of Tatarstan women. Front. Immunol., 2017, Vol. 8, 1725. doi: 10.3389/fimmu.2017.01725.

5. Arterburn J.B., Oprea T.I., Prossnitz E.R., Edwards B.S., Sklar L.A. Discovery of selective probes and antagonists for G-protein-coupled receptors FPR/FPRL1 and GPR30. Curr. Top. Med. Chem., 2009, Vol. 9, no. 13, pp. 1227-1236.

6. Cap K.C., Kim J.G., Hamza A., Park J.B. P-Tyr42 RhoA GTPase amplifies superoxide formation through p47phox, phosphorylated by ROCK. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2020, Vol. 523, no. 4, pp. 972-978.

7. Chen K., Le Y., Liu Y., Gong W., Ying G., Huang J., Yoshimura T., Tessarollo L., Wang J.M. A critical role for the g protein-coupled receptor mFPR2 in airway inflammation and immune responses. J. Immunol., 2010, Vol. 184, no. 7, pp. 3331-3335.

8. Cooray S.N., Gobbetti T., Montero-Melendez T., McArthur S., Thompson D., Clark A.J., Flower R.J., Perretti M. Ligand-specific conformational change of the G-protein–coupled receptor ALX/FPR2 determines proresolving functional responses. Proc. Natl Acad. Sci., 2013, Vol. 110, no. 45, pp. 18232-18237.

9. Dang P.M., Stensballe A., Boussetta T., Raad H., Dewas C., Kroviarski Y., Hayem G., Jensen O.N., GougerotPocidalo M.A., El-Benna J. A specific p47phox -serine phosphorylated by convergent MAPKs mediates neutrophil NADPH oxidase priming at inflammatory sites. J. Clin. Invest., 2006, Vol. 116, no. 7, pp. 2033-2043.

10. Dewas C., Dang P.M., Gougerot-Pocidalo M.A., El-Benna J. TNF-alpha induces phosphorylation of p47(phox) in human neutrophils: partial phosphorylation of p47phox is a common event of priming of human neutrophils by TNF-alpha and granulocyte-macrophage colony-stimulating factor. J. Immunol., 2003, Vol. 171, no. 8, pp. 4392-4398.

11. Dorward D.A., Lucas C.D., Chapman G.B., Haslett C., Dhaliwal K., Rossi A.G. The role of formylated peptides and formyl peptide receptor 1 in governing neutrophil function during acute inflammation. Am. J. Pathol., 2015, Vol. 185, no. 5, pp. 1172-1184.

12. Fu H., Bjorkman L., Janmey P., Karlsson A., Karlsson J., Movitz C., Dahlgren C. The two neutrophil members of the formylpeptide receptor family activate the NADPH-oxidase through signals that differ in sensitivity to a gelsolin derived phosphoinositide-binding peptide. BMC Cell Biol., 2004, Vol. 5, no. 1, 50. doi: 10.1186/1471-2121-5-50.

13. He H.Q., Troksa E.L., Caltabiano G., Pardo L., Ye R.D. Structural determinants for the interaction of formyl peptide receptor 2 with peptide ligands. J. Biol. Chem., 2014, Vol. 289, no. 4, pp. 2295-2306.

14. He H.Q., Ye R.D. The formyl peptide receptors: diversity of ligands and mechanism for recognition. Molecules, 2017, Vol. 22, no. 3, 455. doi: 10.3390/molecules22030455.

15. Jazayeri A., Dias J.M., Marshall F.H. From G protein-coupled receptor structure resolution to rational drug design. J. Biol. Chem., 2015, Vol. 290, no. 32, pp. 19489-19495.

16. Karimi G., Houee Levin C., Dagher M.C., Baciou L., Bizouarn T. Assembly of phagocyte NADPH oxidase: A concerted binding process? Biochim. Biophys. Acta, 2014, Vol. 1840, no. 11, pp. 3277-3283.

17. Le Y., Oppenheim J.J., Wang J.M. Pleiotropic roles of formyl peptide receptors. Cytokine Growth Factor Rev., 2001, Vol. 12, no. 1, pp. 91-105.

18. Lee H.Y., Lee M., Bae Y.S. Formyl peptide receptors in cellular differentiation and inflammatory diseases. J. Cell. Biochem., 2017, Vol. 118, no. 6, pp. 1300-1307.

19. Lee M.-S., Yoo S.-A., Cho C.-S., Suh P.-G., Kim W.-U., Ryu S.H. Serum amyloid A binding to formyl peptide receptor-like 1 induces synovial hyperplasia and angiogenesis. J. Immunol., 2006, Vol. 177, no. 8, pp. 5585-5594.

20. Li Y., Cai L., Wang H., Wu P., Gu W., Chen Y., Hao H., Tang K., Yi P., Liu M. Pleiotropic regulation of macrophage polarization and tumorigenesis by formyl peptide receptor-2. Oncogene, 2011, Vol. 30, no. 36, pp. 3887- 3899.

21. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods, 2001, Vol. 25, no. 4, pp. 402-408.

22. Nauseef W.M., Volpp B.D., McCormick S., Leidal K.G., Clark R.A. Assembly of the neutrophil respiratory burst oxidase. Protein kinase C promotes cytoskeletal and membrane association of cytosolic oxidase components. J. Biol. Chem., 1991, Vol. 266, no. 9, pp. 5911-5917.

23. Odobasic D., Jia Y., Kao W., Fan H., Wei X., Gu R., Ngo D., Kitching A.R., Holdsworth S.R., Morand E.F. Formyl peptide receptor activation inhibits the expansion of effector T cells and synovial fibroblasts and attenuates joint injury in models of rheumatoid arthritis. Int. Immunopharmacol., 2018, Vol. 61, pp. 140-149.

24. O’Hara R., Murphy E.P., Whitehead A.S., FitzGerald O., Bresnihan B. Local expression of the serum amyloid A and formyl peptide receptor-like 1 genes in synovial tissue is associated with matrix metalloproteinase production in patients with inflammatory arthritis. Arthritis Rheum., 2004, Vol. 50, no. 6, pp. 1788-1799.

25. Pacquelet S., Johnson J.L., Ellis B.A., Brzezinska A.A., Lane W.S., Munafo D.B., Catz S.D. Cross-talk between IRAK-4 and the NADPH oxidase. Biochem. J., 2007, Vol. 403, no. 3, pp. 451-461.

26. Panaro M.A., Acquafredda A., Sisto M., Lisi S., Maffione A.B., Mitolo V. Biological role of the N-formyl peptide receptors. Immunopharmacol. Immunotoxicol., 2006, Vol. 28, no. 1, pp. 103-127.

27. Prevete N., Liotti F., Marone G., Melillo R.M., de Paulis A. Formyl peptide receptors at the interface of inflammation, angiogenesis and tumor growth. Pharmacol. Res., 2015, Vol. 102, pp. 184-191.

28. Raabe C.A., Groper J., Rescher U. Biased perspectives on formyl peptide receptors. Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Res., 2019, Vol. 1866, no. 2, pp. 305-316.

29. Richard D.Y., Boulay F., Wang J.M., Dahlgren C., Gerard C., Parmentier M., Serhan C.N., Murphy P.M. International Union of Basic and Clinical Pharmacology. LXXIII. Nomenclature for the formyl peptide receptor (FPR) family. Pharmacol. Rev., 2009, Vol. 61, no. 2, pp. 119-161.

30. Safronova V.G., Gabdoulkhakova A.G., Miller A.V., Kosarev I.V., Vasilenko R. N. Variations of the effect of insulin on neutrophil respiratory burst. The role of tyrosine kinases and phosphatases. Biochemistry (Mosc.), 2001, Vol. 66, no. 8, pp. 840-849.

31. Safronova V.G., Gabdoulkhakova A.G., Santalov B.F. Immunomodulating action of low intensity millimeter waves on primed neutrophils. Bioelectromagnetics, 2002, Vol. 23, no. 8, pp. 599-606.

32. Salamah M.F., Ravishankar D., Vaiyapuri R., Moraes L.A., Patel K., Perretti M., Gibbins J.M., Vaiyapuri S. The formyl peptide fMLF primes platelet activation and augments thrombus formation. J. Thromb. Haemost., 2019, Vol. 17, no. 7, pp. 1120-1133

33. Stama M.L., Ślusarczyk J., Lacivita E., Kirpotina L.N., Schepetkin I.A., Chamera K., Riganti C., Perrone R., Quinn M.T., Basta-Kaim A. Novel ureidopropanamide based N-formyl peptide receptor 2 (FPR2) agonists with potential application for central nervous system disorders characterized by neuroinflammation. Eur. J. Med. Chem., 2017, Vol. 141, pp. 703-720.

34. Uhlen M., Fagerberg L., Hallstrom B.M., Lindskog C., Oksvold P., Mardinoglu A., Sivertsson A., Kampf C., Sjostedt E., Asplund A., Olsson I., Edlund K., Lundberg E., Navani S., Szigyarto C.A., Odeberg J., Djureinovic D., Takanen J.O., Hober S., Alm T., Edqvist P.H., Berling H., Tegel H., Mulder J., Rockberg J., Nilsson P., Schwenk J.M., Hamsten M., von Feilitzen K., Forsberg M., Persson L., Johansson F., Zwahlen M., von Heijne G., Nielsen J., Ponten F. Proteomics. Tissue-based map of the human proteome. Science, 2015, Vol. 347, no. 6220, 1260419. doi: 10.1126/science.1260419.

35. Wittmann S., Frohlich D., Daniels S. Characterization of the human fMLP receptor in neutrophils and in Xenopus oocytes. Br. J. Pharmacol., 2002, Vol. 135, no. 6, pp. 1375-1382.

36. Xia N., Tenzer S., Lunov O., Karl M., Simmet T., Daiber A., Munzel T., Reifenberg G., Forstermann U., Li H. Regulation of NADPH Oxidase-Mediated Superoxide Production by Acetylation and Deacetylation. Front. Physiol., 2021, Vol. 12, 693702. doi: 10.3389/fphys.2021.693702.

37. Ye J., Coulouris G., Zaretskaya I., Cutcutache I., Rozen S., Madden T.L. Primer-BLAST: a tool to design target-specific primers for polymerase chain reaction. BMC Bioinformatics, 2012, Vol. 13, 134. doi: 10.1186/1471-2105-13-134.