ЗАВИСИМОСТЬ ФЕНОТИПА ДЕНДРИТНЫХ КЛЕТОК ОТ СОДЕРЖАНИЯ ПРОВОСПАЛИТЕЛЬНЫХ МОНОЦИТОВ КРОВИ У БОЛЬНЫХ РАКОМ ПОЧКИ

Целью исследования явилось изучение зависимости фенотипа дендритных клеток (ДК), дифференцированных из моноцитов, от количества провоспалительных моноцитов в крови у больных раком почки (РП). Обследовано 28 больных РП (Т3N0М0, светлоклеточный тип) в возрасте 40-55 лет до хирургического лечения. Диагноз верифицирован гистологически. В качестве контрольной группы проведено обследование 31 практически здоровых людей аналогичного возрастного диапазона. Мононуклеарные клетки выделяли из гепаринизированной венозной крови центрифугированием в градиенте плотности Histopaque®-1077 с последующей адсорбцией на пластике в среде RPMI-1640 в присутствии 10% аутологичной сыворотки. Незрелые ДК (нДК) генерировали из моноцитов крови путем культивирования в течение 5 суток с GM-CSF и IFNα. Активацию ДК (аДК) индуцировали внесением в среду инкубации лизата опухолевых клеток и TNFa с последующей инкубацией в течение 48 часов. Для приготовления лизата аутологичных опухолевых клеток использовали фрагмент опухоли. Фенотипирование моноцитов крови и ДК различной степени зрелости проводили методом проточной цитометрии. У больных РП в периферической крови снижается количество CD14⁺CD16⁺-моноцитов (до 42% от уровня общих моноцитов) относительно контрольного диапазона. В связи с этим, анализ зависимости фенотипа ДК, дифференцированных из моноцитов, от количества провоспалительных моноцитов в крови был проведен путем сравнения показателей с высоким содержанием провоспалительных моноцитов в крови у больных РП (>42%, приближается к уровню контрольного диапазона) и низким (<42%). Установлено, что у больных РП с низким количеством в крови провоспалительных моноцитов (<42%) повышается содержание толерогенных нДК в клеточной культуре. Особенностью фенотипа нДК у пациентов с высоким содержанием провоспалительных моноцитов в крови (>42%) является относительное увеличение экспрессии молекул, осуществляющих антигенпрезентацию и костимуляцию. При созревании/активации фенотип дендритных клеток у больных РП с различным содержанием провоспалительных моноцитов различается сильнее. У больных с низким уровнем провоспалительных моноцитов в крови в клеточной культуре формируется пул зрелых ДК с низким уровнем экспрессии CD86- и HLA-DR-рецепторов, что, соответственно характеризует слабую костимулирующую и антигенпрезентирующую активность. У больных с высоким уровнем провоспалительных моноцитов в клеточной культуре формируется пул активированных ДК с высоким уровнем функциональной активности. Выявленные различия фенотипа ДК от субпопуляционного состава моноцитов крови у больных РП характеризуют механизмы программирования клеточной дифференцировки в зависимости от микроокружения, в том числе и патогенного характера (на фоне опухолевого роста).

дендритные клетки, моноциты, рак почки, фенотип, костимулирующие молекулы, презентация антигена

1. Кудрявцев И.В., Субботовская А.И. Опыт измерения параметров иммунного статуса с использованием шести-цветного цитофлуоримерического анализа // Медицинская иммунология.–2015.–Т. 17, № 1.–С. 19-26. doi: 10.15789/1563-0625-2015-1-19-26.

2. Леплина О.Ю., Старостина Н.М., Блинова Д.Д., Желтова О.И., Олейник Е.А., Тыринова Т.В., Останин А.А., Черных Е.Р. Результаты пилотного клинического исследования вакцин на основе дендритных клеток в лечении рецидивирующей герпесвирусной инфекции // Медицинская иммунология.-2016.-Т. 18, № 5.-Р. 425-436. doi: 10.15789/1563-0625-2016-5-425-436.

3. Назаркина Ж.К., Заякина А.В., Лактионов П.П. Влияние условий созревания и способа нагрузки антигенами на получение иммунологически активных дендритных клеток // Молекулярная биология.-2018.-Т. 52, № 2.-С. 257-269. doi: 10.1134/S0026893317050132.

4. Савченко А.А., Борисов А.Г., Кудрявцев И.В., Гвоздев И.И., Мошев А.В. Особенности фенотипа дендритных клеток, дифференцированных из моноцитов крови, у больных раком почки // Медицинская иммунология.-2018.-Т. 20, № 2.-С. 215-226. doi: 10.15789/1563-0625-2018-2-215-226.

5. Савченко А.А., Борисов А.Г., Модестов А.А., Мошев А.В., Кудрявцев И.В., Тоначева О.Г., Кощеев В.Н. Фенотипический состав и хемилюминесцентная активность моноцитов у больных почечноклеточным раком // Медицинская иммунология.-2015.-Т. 17, № 2.-С. 141-150. doi:10.15789/1563-0625-2015-2-141-150.

6. Тыринова Т.В., Мишинов С.В., Леплина О.Ю., Альшевская А.А., Курочкина Ю.Д., Олейник Е.А., Калиновский А.В., Лопатникова Ю.А., Чернов С.В., Ступак В.В., Сенников С.В., Останин А.А., Черных Е.Р. Роль TNFα/TNF-R1-сигнального пути в реализации цитотоксического эффекта дендритных клеток против глиобластомных линий // Медицинская иммунология.-2018.-Т. 20, № 3.-С. 353-364. doi: 10.15789/1563-0625-2018-3-353-364.

7. Bai W.K., Zhang W., Hu B. Vascular endothelial growth factor suppresses dendritic cells function of human prostate cancer. Onco. Targets Ther., 2018, Vol. 11, pp. 1267-1274. doi: 10.2147/OTT.S161302.

8. Bennaceur K., Popa I., Chapman J.A., Migdal C., Péguet-Navarro J., Touraine J.L., Portoukalian J. Different mechanisms are involved in apoptosis induced by melanoma gangliosides on human monocyte-derived dendritic cells. Glycobiology, 2009, Vol. 19, no. 6, pp. 576-582. doi: 10.1093/glycob/cwp015.

9. Chen X., Hao S., Zhao Z., Liu J., Shao Q., Wang F., Sun D., He Y., Gao W., Mao H. Interleukin 35: Inhibitory regulator in monocyte-derived dendritic cell maturation and activation. Cytokine, 2018, Vol. 108, pp. 43-52. doi: 10.1016/j.cyto.2018.03.008.

10. de Goeje P.L., Klaver Y., Kaijen-Lambers M.E.H., Langerak A.W., Vroman H., Kunert A., Lamers C.H.J., Aerts J.G.J.V., Debets R., Hendriks R.W. Autologous Dendritic Cell Therapy in Mesothelioma Patients Enhances Frequencies of Peripheral CD4 T Cells Expressing HLA-DR, PD-1, or ICOS. Front Immunol., 2018, Vol. 9, pp. 2034. doi: 10.3389/fimmu.2018.02034.

11. Deicher A., Andersson R., Tingstedt B, Lindell G, Bauden M, Ansari D. Targeting dendritic cells in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Cell Int., 2018, Vol. 18, pp. 85. doi: 10.1186/s12935-018-0585-0.

12. Finak G., Langweiler M., Jaimes M., Malek M., Taghiyar J., Korin Y., Raddassi K., Devine L., Obermoser G., Pekalski M.L., Pontikos N., Diaz A., Heck S., Villanova F., Terrazzini N., Kern F., Qian Y., Stanton R., Wang K., Brandes A., Ramey J., Aghaeepour N., Mosmann T., Scheuermann R.H., Reed E., Palucka K., Pascual V., Blomberg B.B., Nestle F., Nussenblatt R.B., Brinkman R.R., Gottardo R., Maecker H., McCoy J.P. Standardizing Flow Cytometry Immunophenotyping Analysis from the Human ImmunoPhenotyping Consortium. Sci. Rep., 2016, Vol. 6, pp. 20686. doi: 10.1038/srep20686.

13. Han Y., Chen Z., Yang Y., Jiang Z., Gu Y., Liu Y., Lin C., Pan Z., Yu Y., Jiang M., Zhou W., Cao X. Human CD14+ CTLA-4+ regulatory dendritic cells suppress T-cell response by cytotoxic T-lymphocyte antigen-4-dependent IL-10 and indoleamine-2,3-dioxygenase production in hepatocellular carcinoma. Hepatology, 2014, Vol. 59, no. 2, pp. 567-579. doi: 10.1002/hep.26694.

14. Hsu J.L., Bryant C.E., Papadimitrious M.S., Kong B., Gasiorowski R.E., Orellana D., McGuire H.M., Groth B.F.S., Joshua D.E., Ho P.J., Larsen S., Iland H.J., Gibson J., Clark G.J., Fromm P.D., Hart D.N. A blood dendritic cell vaccine for acute myeloid leukemia expands anti-tumor T cell responses at remission. Oncoimmunology, 2018, Vol. 7, no. 4, e1419114. doi: 10.1080/2162402X.2017.1419114.

15. Ki K.K., Faddy H.M., Flower R.L., Dean M.M. Packed Red Blood Cell Transfusion Modulates Myeloid Dendritic Cell Activation and Inflammatory Response In Vitro. J. Interferon & Cytokine Res., 2018, Vol. 38, no. 3, pp. 111-121. doi: 10.1089/jir.2017.0099.

16. Kwong C., Gilman-Sachs A., Beaman K. An independent endocytic pathway stimulates different monocyte subsets by the a2 N-terminus domain of vacuolar-ATPase. Oncoimmunology, 2013, Vol. 2, no. 1, e22978. doi: 10.4161/onci.22978.

17. Li J.G., Du Y.M., Yan Z.D., Yan J., Zhuansun Y.X., Chen R., Zhang W., Feng S.L., Ran P.X. CD80 and CD86 knockdown in dendritic cells regulates Th1/Th2 cytokine production in asthmatic mice. Exp. Ther. Med., 2016, Vol. 11, no. 3, pp. 878-884. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4774365/pdf/etm-11-03-0878.pdf.

18. Lim T.S., Goh J.K.H., Mortellaro A., Lim C.T., Hämmerling G.J., Ricciardi-Castagnoli P. CD80 and CD86 differentially regulate mechanical interactions of t-cells with antigen-presenting dendritic cells and b-cells. PLoS One, 2012, Vol. 7, nj. 9, e45185. https://doi.org/10.1371/journal. pone.0045185

19. Loughland J.R., Minigo G., Burel J., Tipping P.E., Piera K.A., Amante F.H., Engwerda C.R., Good M.F., Doolan D.L., Anstey N.M., McCarthy J.S., Woodberry T. Profoundly Reduced CD1c+ Myeloid Dendritic Cell HLA-DR and CD86 Expression and Increased Tumor Necrosis Factor Production in Experimental Human Blood-Stage Malaria Infection. Infect. Immun., 2016, Vol. 84, no. 5, pp. 1403-1412. doi: 10.1128/IAI.01522-15.

20. Ning Y., Shen K., Wu Q., Sun X., Bai Y., Xie Y., Pan J., Qi C. Tumor exosomes block dendritic cells maturation to decrease the T cell immune response. Immunol. Lett., 2018, Vol. 199, pp. 36-43. doi: 10.1016/j.imlet.2018.05.002.

21. Qian C., Cao X. Dendritic cells in the regulation of immunity and inflammation. Semin. Immunol., 2018, Vol. 35, pp. 3-11. doi: 10.1016/j.smim.2017.12.002.

22. Sansom D.M., Manzotti C.N., Zheng Y. What's the difference between CD80 and CD86? Trends Immunol., 2003, Vol. 24, no. 6, pp. 314-319. doi:10.1016/S1471-4906(03)00111-X.

23. Shang N., Figini M., Shangguan J., Wang B., Sun C., Pan L., Ma Q., Zhang Z. Dendritic cells based immunotherapy. Am. J. Cancer Res., 2017, Vol. 7, no. 10, pp. 2091-2102. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5665855/pdf/ajcr0007-2091.pdf.

24. Song X., Ding Y., Liu G., Yang X., Zhao R., Zhang Y., Zhao X., Anderson G.J., Nie G. Cancer Cell-derived Exosomes Induce Mitogen-activated Protein Kinase-dependent Monocyte Survival by Transport of Functional Receptor Tyrosine Kinases. J. Biol. Chem., 2016, Vol. 291, no. 16, pp. 8453-8464. doi: 10.1074/jbc.M116.716316.

25. Song X., Zhang Y., Zhang L., Song W., Shi L. Hypoxia enhances indoleamine 2,3-dioxygenase production in dendritic cells. Oncotarget, 2018, Vol. 9, no. 14, pp. 11572-11580. doi: 10.18632/oncotarget.24098.

26. Souto G.R., Matias M.D.P., Nunes L.F.M., Ferreira R.C., Mesquita R.A. Mature dendritic cell density is affected by smoking habit, lesion size, and epithelial dysplasia in oral leukoplakia samples. Arch. Oral. Biol., 2018, Vol. 95, pp. 51-57. doi: 10.1016/j.archoralbio.2018.07.008

27. Suryatenggara J., Wibowo H., Atmodjo W.L., Mathew G. Characterization of alpha-fetoprotein effects on dendritic cell and its function as effector immune response activator. J. Hepatocell. Carcinoma., 2017, Vol. 4, pp. 139-151. doi: 10.2147/JHC.S139070.

28. Sutherland D.R., Ortiz F., Quest G., Illingworth A., Benko M., Nayyar R., Marinov I. High-sensitivity 5-, 6-, and 7-color PNH WBC assays for both Canto II and Navios platforms. Cytometry B Clin Cytom., 2018, Vol. 94, no. 1, pp. 1-15. doi: 10.1002/cyto.b.21626.

29. Wang C., Pu J., Yu H., Liu Y., Yan H., He Z., Feng X. A Dendritic Cell Vaccine Combined With Radiotherapy Activates the Specific Immune Response in Patients With Esophageal Cancer. J. Immunother., 2017, Vol. 40, no. 2, pp. 71-76. doi: 10.1097/CJI.0000000000000155.

30. Wu M.R., Zhang T., DeMars L.R., Sentman C.L. B7H6-specific chimeric antigen receptors lead to tumor elimination and host antitumor immunity. Gene Ther., 2015, Vol. 22, no. 8, pp. 675-684. doi: 10.1038/gt.2015.29.

31. Yanagisawa R., Koizumi T., Koya T., Sano K., Koido S., Nagai K., Kobayashi M., Okamoto M., Sugiyama H., Shimodaira S. WT1-pulsed Dendritic Cell Vaccine Combined with Chemotherapy for Resected Pancreatic Cancer in a Phase I Study. Anticancer Res., 2018, Vol. 38, no. 4, pp. 2217-2225. doi: 10.21873/anticanres.12464.