ИЗМЕНЕНИЯ СУБПОПУЛЯЦИОННОГО СОСТАВА И ИММУНОФЕНОТИПИЧЕСКИХ ХАРАКТЕРИСТИК НОРМАЛЬНЫХ ЛИМФОЦИТОВ В КРОВИ БОЛЬНЫХ ХРОНИЧЕСКИМ ЛИМФОЦИТАРНЫМ ЛЕЙКОЗОМ В ДИНАМИКЕ ИММУНОХИМИОТЕРАПИИ

При хроническом лимфоцитарном лейкозе (ХЛЛ) прогрессирующее нарушение иммунной системы приводит к состоянию клинически выраженной иммунной супрессии и отсутствию контроля над заболеванием. Как следствие, иммунологические изменения в субпопуляциях нормальных лимфоцитов в крови больных хроническим лимфоцитарным лейкозом могут играть негативную роль в прогрессировании заболевания. Целью исследования было изучение влияния иммунохимиотерапии на субпопуляционный состав и иммунофенотипические характеристики нормальных лимфоцитов в крови больных ХЛЛ. В исследование включены 37 мужчин и 25 женщин с впервые диагностированным ХЛЛ в стадии B и С по Binet, медиана возраста 64 [50; 71] года, получивших по 6 циклов иммунохимиотерапии в двух режимах: RB (Ритуксимаб+Бендамустин) или FCR (Ритуксимаб+Флударабин+Циклофосфамид). В крови больных до- и после лечения исследован субпопуляционный состав поликлональных В-лимфоцитов, Т-лимфоцитов (Т-хелперы, Т-регуляторные клетки, Т-цитотоксические клетки), NK-клетки, а также экспрессия на них рецепторов иммунных контрольных точек PD1, PD-L1, LAG3. Исследования выполняли с применением метода 10-цветной проточной цитометрии (Navios 10/3, Beckman Coulter, США). Статистический анализ выполнен в программе Statistica 13.0. Проведенное исследование показало, что у всех больных ХЛЛ до- и после иммунохимиотерапии отмечаются значимые количественные и функциональные изменения субпопуляционного состава В- лимфоцитов, Т-лимфоцитов и NK клеток. Доля нормальных поликлональных В-клеток среди всех лимфоцитов до лечения снижена и характеризуется экспрессией PD1. Проведение терапии приводит к частичному восстановлению популяции нормальных В-лимфоцитов, на которых не выявляется экспрессия PD1, PD-L1, LAG3. Изменение иммунофенотипических характеристик субпопуляций Т- лимфоцитов носит однонаправленный характер. До лечения и после его завершения, на CD4+ и CD8+ Т-клетках наблюдается наиболее высокая экспрессия PD1, что свидетельствует о нарушении их противоопухолевых функций. После лечения, Т-лимфоцитарное микроокружение приобретает тенденцию к восстановлению за счет увеличения их количества. Однако сохранение на Т-клетках экспрессии молекулы PD1, по-видимому, препятствует полному восстановлению их функциональной активности, что, наряду с повышением содержания Т-регуляторных клеток и сохранением на NK-лимфоцитах ингибирующих молекул PD1 и LAG3, в совокупности, способствует подавлению противоопухолевого иммунного ответа и снижению возможности обеспечения длительной ремиссии.  В этой связи, мониторинг иммунологических показателей в процессе проведения иммунохимиотерапии полезен для выявления степени дисрегуляции иммунного ответа и, тем самым, для своевременного оказания наряду с противоопухолевой терапией и корригирующей иммунотерапии.

1. Ключагина, Ю.И., Соколова З.А., Барышникова М.А. Роль рецептора PD1 и его лигандов PD-L1 и PDL-2 в иммунотерапии опухолей //Онкопедиатрия. – 2017. – Т. 4, № 1. – С. 49-55 .

2. Олейник Е.К., Шибаев М.И., Игнатьев К.С., Олейник В.М., Жулай Г.А. Микроокружение опухоли: формирование иммунного профиля// Медицинская иммунология. – 2020. – Т.22, №2. – С. 207-220.

3. Хайдуков С.В., Зурочка А.В., Тотолян А.А., Черешнев В.А. Основные и малые популяции лимфоцитов периферической крови человека и их нормативные значения (методом многоцветного цитометрического анализа)// Медицинская иммунология. – 2014. – Т.11. – С. 227–238.

4. Ali A., Mahla S.B., Reza V., Hossein A., Bahareh K., Mohammad H., Fatemeh S., Mostafa A.B., Leili R. MicroRNAs: Potential prognostic and theranostic biomarkers in chronic lymphocytic leukemia. EJHaem., 2024, Vol. 5, no. 1, p.p. 191-205.

5. Andrews L.P., Marciscano A.E., Drake C.G., Vignali D.A. LAG3 (CD223) as a cancer immunotherapy target. Immunological reviews, 2017, Vol. 276, no. 1, p.p. 80-96.

6. Augé H., Notarantonio A.B., Morizot R., Quinquenel A., Fornecker L.M., Hergalant S., Feugier P., Broséus J. Microenvironment Remodeling and Subsequent Clinical Implications in Diffuse Large B-Cell Histologic Variant of Richter Syndrome. Front Immunol., 2020, Vol. 11, p. 594841.

7. Bandini S., Ulivi P., Rossi T. Extracellular Vesicles, Circulating Tumor Cells, and Immune Checkpoint Inhibitors: Hints and Promises, 2024, Vol. 13, no.4, p. 337.

8. Buechele C., Baessler T., Wirths S., Schmohl J.U., Schmiedel B.J., Salih H.R. Glucocorticoid-induced TNFR-related protein (GITR) ligand modulates cytokine release and NK cell reactivity in chronic lymphocytic leukemia (CLL). Leukemia, 2012, Vol. 26, no. 5, p.p. 991–1000.

9. Catakovic K., Klieser E., Neureiter D., Geisberger R. T cell exhaustion: from pathophysiological basics to tumor immunotherapy. Cell Commun. Signal., 2017, Vol. 15, no. 1, p. 1.

10. Chihara N., Madi A., Kondo T., Zhang H., Acharya N., Singer M., Nyman J., Marjanovic N.D., Kowalczyk M.S., Wang C., Kurtulus S., Law T., Etminan Y., Nevin J., Buckley C.D., Burkett P.R., Buenrostro J.D., Rozenblatt-Rosen O., Anderson A.C., Regev A., Kuchroo V.K. Induction and transcriptional regulation of the co-inhibitory gene module in T cells. Nature, 2018, Vol. 558, no. 7710, p.p. 454-459.

11. Criado I., Rodríguez-Caballero A., Gutiérrez M.L., Pedreira C.E., Alcoceba M., Nieto W., Teodosio C., Bárcena P., Romero A., Fernández-Navarro P., González M., Almeida J., Orfao A. Primary Health Care Group of Salamanca for the Study of MBL. Low-count monoclonal B-cell lymphocytosis persists after seven years of follow up and is associated with a poorer outcome. Haematologica, 2018, Vol. 103, no. 7, p.p. 1198-1208.

12. de Weerdt I., Hofland T., de Boer R., Dobber J.A., Dubois J., van Nieuwenhuize D., Mobasher M., de Boer F., Hoogendoorn M., Velders G.A., van der Klift M., Remmerswaal E.B.M., Bemelman F.J., Niemann C.U., Kersting S., Levin M.D., Eldering E., Tonino S.H., Kater A.P. Distinct immune composition in lymph node and peripheral blood of CLL patients is reshaped during venetoclax treatment. Blood Adv., 2019, Vol. 3, no. 17, p.p. 2642-2652.

13. Elston L., Fegan C., Hills R., Hashimdeen S.S., Walsby E., Henley P., Pepper C., Man S. Increased frequency of CD4+ PD-1+ HLA-DR+ T cells is associated with disease progression in CLL. Br J Haematol., 2020, Vol. 188, no. 6, p.p. 872–880.

14. Fisher J.G., Doyle A.D.P., Graham L.V., Sonar S., Sale B., Henderson I., Del Rio L., Johnson P.W.M., Landesman Y., Cragg M.S., Forconi F., Walker C.J., Khakoo S.I., Blunt M.D. XPO1 inhibition sensitises CLL cells to NK cell mediated cytotoxicity and overcomes HLA-E expression. Leukemia, 2023, Vol. 37, no. 10, p.p. 2036-2049.

15. Forconi F., Moss P. Perturbation of the normal immune system in patients with CLL. Blood, 2015, Vol. 126, no. 5, p.p. 573–581.

16. Görgün G., Holderried T.A., Zahrieh D., Neuberg D., Gribben J.G. Chronic lymphocytic leukemia cells induce changes in gene expression of CD4 and CD8 T cells. J. Clin. Invest., 2005, Vol. 115, no. 7, p.p. 1797-1805.

17. Graydon C.G., Mohideen S., Fowke K.R. LAG3's Enigmatic Mechanism of Action. Frontiers in immunology, 2021, Vol. 11, p. 615317.

18. Griggio V., Perutelli F., Salvetti C., Boccellato E., Boccadoro M., Vitale C., Coscia M. Immune Dysfunctions and Immune-Based Therapeutic Interventions in Chronic Lymphocytic Leukemia. Front Immunol., 2020, Vol. 11, p. 594556.

19. Grioni M., Brevi A., Cattaneo E., Rovida A., Bordini J., Bertilaccio M.T.S., Ponzoni M., Casorati G., Dellabona P., Ghia P., Bellone M., Calcinotto A. CD4+ T cells sustain aggressive chronic lymphocytic leukemia in Eμ-TCL1 mice through a CD40L-independent mechanism. Blood Adv., 2021, Vol. 5, no. 14, p.p. 2817–2828.

20. Guo Y., Ji X., Liu J., Fan D., Zhou Q., Chen C., Wang W., Wang G., Wang H., Yuan W., Ji Z., Sun Z. Effects of exosomes on pre-metastatic niche formation in tumors, Mol. Cancer, 2019, Vol. 18, no. 1, p. 39.

21. Hadadi L., Hafezi M., Amirzargar A.A., Sharifian R.A., Abediankenari S., Asgarian-Omran H. Dysregulated Expression of Tim-3 and NKp30 Receptors on NK Cells of Patients with Chronic Lymphocytic Leukemia. Oncol. Res. Treat., 2019, Vol. 42, no. 4, p.p. 197-203.

22. Kretz-Rommel A., Qin F., Dakappagari N., Ravey E.P., McWhirter J., Oltean D., Frederickson S., Maruyama T., Wild M.A., Nolan M.J., Wu D., Springhorn J., Bowdish K.S. CD200 expression on tumor cells suppresses antitumor immunity: new approaches to cancer immunotherapy. J. Immunol., 2007, Vol. 178, no. 9, p.p. 5595-5605.

23. Lanasa M.C., Allgood S.D., Bond K.M., Gockerman J.P., Levesque M.C., Weinberg JB. Oligoclonal TRBV gene usage among CD8(+) T cells in monoclonal B lymphocytosis and CLL. Br J Haematol., 2009, Vol. 145, no. 4, p.p. 535-537.

24. Laumont C. M., Brad H. N. B cells in the tumor microenvironment: Multi-faceted organizers, regulators, and effectors of anti-tumor immunity. Cancer cell, 2023, Vol. 41, no. 3, p.p. 466-489.

25. Marin-Acevedo J.A., Dholaria B., Soyano A.E., Knutson K.L., Chumsri S., Lou Y. Next generation of immune checkpoint therapy in cancer: new developments and challenges. J. Hematol. Oncol., 2018, Vol. 11, no.1, p. 39.

26. Maruhashi T., Okazaki I.M., Sugiura D., Takahashi S., Maeda T.K., Shimizu K., Okazaki T. LAG-3 inhibits the activation of CD4+ T cells that recognize stable pMHCII through its conformation-dependent recognition of pMHCII. Nat. Immunol., 2018, Vol. 19, no.12, p.p. 1415-1426.

27. Nunes C., Wong R., Mason M., Fegan C., Man S., Pepper C. Expansion of a CD8(+)PD-1(+) replicative senescence phenotype in early stage CLL patients is associated with inverted CD4:CD8 ratios and disease progression. Clin. Cancer Res., 2012, Vol. 18, no. 3, p.p. 678-687.

28. Pallasch C.P., Ulbrich S., Brinker R., Hallek M., Uger R.A., Wendtner C.M. Disruption of T cell suppression in chronic lymphocytic leukemia by CD200 blockade. Leuk Res., 2009, Vol. 33, no. 3, p.p. 460-464.

29. Palma M., Gentilcore G., Heimersson K., Mozaffari F., Näsman-Glaser B., Young E., Rosenquist R., Hansson L., Österborg A., Mellstedt H. T cells in chronic lymphocytic leukemia display dysregulated expression of immune checkpoints and activation markers. Haematologica, 2017, Vol. 102, no. 3, p.p. 562-572.

30. Pang N., Alimu X., Chen R., Muhashi M., Ma J., Chen G., Zhao F., Wang L., Qu J., Ding J. Activated Galectin-9/Tim3 promotes Treg and suppresses Th1 effector function in chronic lymphocytic leukemia. FASEB J., 2021, Vol. 35, no. 7, Art. e21556.

31. Perutelli F., Jones R., Griggio V., Vitale C., Coscia M. Immunotherapeutic Strategies in Chronic Lymphocytic Leukemia: Advances and Challenges. Front Oncol., 2022, Vol. 12, p. 837531.

32. Purroy N., Wu C.J. Coevolution of Leukemia and Host Immune Cells in Chronic Lymphocytic Leukemia. Cold Spring Harbor perspectives in medicine, 2017, Vol. 7, no. 4, p.p. 1-19.

33. Ramsay A.G., Gribben J.G. Vaccine therapy and chronic lymphocytic leukaemia. Best practice and research. Clinical haematology, 2008, Vol. 21, no. 3, p.p. 421-436.

34. Roessner P.M., Llaó Cid L., Lupar E., Roider T., Bordas M., Schifflers C., Arseni L., Gaupel A.C., Kilpert F., Krötschel M., Arnold S.J., Sellner L., Colomer D., Stilgenbauer S., Dietrich S., Lichter P., Izcue A., Seiffert M. EOMES and IL-10 regulate antitumor activity of T regulatory type 1 CD4+ T cells in chronic lymphocytic leukemia. Leukemia, 2021, Vol. 35, no. 8, p.p. 2311-2324.

35. Roessner P.M., Seiffert M. T-cells in chronic lymphocytic leukemia: Guardians or drivers of disease? Leukemia, 2020, Vol. 34, no. 8, p.p. 2012-2024.

36. Sandova V., Pavlasova G.M., Seda V., Cerna K.A., Sharma S., Palusova V., Brychtova Y., Pospisilova S., Fernandes S.M., Panovska A., Doubek M., Davids M.S., Brown J.R., Mayer J., Mraz M. IL4-STAT6 signaling induces CD20 in chronic lymphocytic leukemia and this axis is repressed by PI3Kδ inhibitor idelalisib. Haematologica, 2021, Vol. 106, no. 11, p.p. 2995-2999.

37. Sordo-Bahamonde C., Lorenzo-Herrero S., Gonzalez-Rodriguez A.P., R Payer Á., González-García E., López-Soto A., Gonzalez S. BTLA/HVEM Axis Induces NK Cell Immunosuppression and Poor Outcome in Chronic Lymphocytic Leukemia. Cancers (Basel), 2021, Vol. 13, no. 8, p. 1766.

38. Sordo-Bahamonde C., Lorenzo-Herrero S., González-Rodríguez A.P., Payer Á.R., González-García E., López-Soto A., Gonzalez S. LAG-3 Blockade with Relatlimab (BMS-986016) Restores Anti-Leukemic Responses in Chronic Lymphocytic Leukemia. Cancers (Basel), 2021, Vol. 13, no. 9, p. 2112.

39. Thieu V.T., Nguyen E.T., McCarthy B.P., Bruns H.A., Kapur R., Chang C.H., Kaplan M.H. IL-4-stimulated NF-kappaB activity is required for Stat6 DNA binding. J. Leukoc. Biol., 2007, Vol. 82, no. 2, p.p. 370-379.

40. Van Attekum M.H., Eldering E., Kater A.P. Chronic lymphocytic leukemia cells are active participants in microenvironmental cross-talk. Haematologica, 2017, Vol. 102, no. 9, p.p. 1469-1476.

41. Wherry E.J., Kurachi M. Molecular and cellular insights into T cell exhaustion. Nature reviews. Immunology, 2015, Vol. 15, no. 8, p.p. 486-499.

42. Yousefi M., Movassaghpour A.A., Shamsasenjan K., Ghalamfarsa G., Sadreddini S., Jadidi-Niaragh F., Hojjat-Farsangi M. The skewed balance between Tregs and Th17 in chronic lymphocytic leukemia. Future Oncol., 2015, Vol. 11, no.10, p.p. 1567-1582.

43. Zheng Z., Liu J., Ma J., Kang R., Liu Z., Yu J. Advances in new targets for immunotherapy of small cell lung cancer. Thorac. Cancer, 2024, Vol. 15, no. 1, p.p. 3-14.