Нейтрофилы против возбудителей инвазивных микозов: “традиционные” и “нетрадиционные” средства борьбы

Цель обзора – анализ стратегий поведения и механизмов антимикотической активности нейтрофилов в отношении грибов Candida и Aspergillus на основании данных, опубликованных в открытых научных источниках. Инвазивные микозы – системные заболевания, вызываемые микроскопическими грибами, характеризующиеся высокой заболеваемостью и смертностью у иммунокомпрометированных лиц, особенно с нейтропенией. Нейтрофилы обладают значимой антимикотической активностью в отношении Candida spp. и Aspergillus spp. C. albicans, наиболее распространенный возбудитель инвазивного кандидоза, обладает выраженной морфологической пластичностью. Нейтрофилы при невозможности фагоцитировать гифы гриба выбирают другой механизм защиты, формируя нейтрофильные внеклеточные ловушки (НВЛ) в результате нетоза. Биопленочные формы C. albicans вызывают активную миграцию и адгезию нейтрофилов, но, в отличие от планктонных форм, подавляют высвобождение НВЛ, что способствует большей выживаемости возбудителя. Кластеры дрожжевых клеток C. albicans и конидий A. fumigatus вызывают роение нейтрофилов – LTB₄-опосредованный координированный и строго контролируемый процесс, характеризующийся накоплением нейтрофилов в месте инфекции и направленный на его изоляцию от здоровых тканей. При кандидемии происходит внутрисосудистое роение нейтрофилов в легких, являющееся специфической защитной реакцией на грибковые патогены. При системном кандидозе часть нейтрофилов трансформируется в PMN-DC, демонстрирующие эффективный киллинг и индуцирующие антигенспецифический иммунный ответ в отношении грибковых патогенов. Конидии A. fumigatus побуждают человеческие нейтрофилы к высвобождению внеклеточных везикул с потенциальным фунгицидным действием. Споры быстро прорастающих штаммов A. fumigatus стимулируют приток нейтрофилов, способствующих быстрому клиренсу грибкового патогена; конидии медленно прорастающих штаммов способны к длительной персистенции вследствие меньшего привлечения нейтрофилов и выживания внутри макрофагов. Взаимодействие нейтрофилов с растущими гифами A. fumigatus приводит к развитию роения, нетоза, генерации ROS; степень ветвления гиф влияет на их восприимчивость к нейтрофил-опосредованному киллингу: наиболее разветвленные гифы более уязвимы и погибают первыми. Гифы A. fumigatus вызывают в нейтрофилах активацию NADPH-оксидазы и миелопероксидазы с генерацией ROS, оказывающих цитотоксическое действие, и индуцируют формирование НВЛ, обладающих преимущественно фунгистатическим эффектом. Таким образом, имеющиеся данные и дальнейшее исследование механизмов антимикотической активности нейтрофилов могут стать основой для формирования новых патогенетических концепций, профилактических, терапевтических и диагностических подходов в отношении возбудителей инвазивных микозов.

1. Багирова Н.С. Инвазивные грибковые инфекции: пересмотр определений, новое в диагностике по данным EORTC/ MSGERC // Злокачественные опухоли, 2020. Т. 10, № 3s1. С. 39-48.

2. Воробьева Н.В. Нейтрофилы – атипичные антигенпрезентирующие клетки // Вестник Московского университета. Серия 16: Биология, 2023. Т. 78, № 2. С. 55-63.

3. Гаффарова А.С., Хайтович А.Б. Факторы патогенности Candida albicans и их ПЦР-идентификация // Успехи медицинской микологии, 2017. Т. 17. С. 130–133.

4. Долгушин И.И., Мезенцева Е.А. Нейтрофильные внеклеточные ловушки в борьбе с биопленкообразующими микроорганизмами: охотники или добыча? // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии, 2020. Т. 97, № 5. С. 468-481.

5. Долгушин И.И., Мезенцева Е.А. Нейтрофильные гранулоциты: участие в гомеостатических и репаративных процессах. Часть I // Инфекция и иммунитет, 2020. Т. 10, № 4. С. 609-624. doi: 10.15789/2220-7619-NGP-1257.

6. Долгушин И.И., Мезенцева Е.А. Нейтрофильные гранулоциты: участие в гомеостатических и репаративных процессах. Часть II // Инфекция и иммунитет, 2021. Т. 11, № 1. С. 25-41. doi: 10.15789/2220- 7619-NGP-1258.

7. Долгушин И.И., Мезенцева Е.А., Савочкина А.Ю., Кузнецова Е.К. Нейтрофил как «многофункциональное устройство» иммунной системы // Инфекция и иммунитет, 2019. Т. 9, № 1. С. 9-38. doi:10.15789/2220-7619-2019-1-9-38.

8. Иванов А.А., Куличенко Т.В. Candida auris: проблемы диагностики и лечения // Вопросы современной педиатрии, 2020. Т. 19, № 1. С. 20-25.

9. Караман Ю.К., Лобанова Е.Г. Эндоканнабиноиды и эйкозаноиды: биосинтез, механизмы их взаимосвязи, роль в иммунных процессах // Медицинская иммунология, 2013. Т. 15, № 2. С. 119-130. doi: 10.15789/1563-0625-2013-2-119-130.

10. Матосова Е.В., Андрюков Б.Г. Антимикробные механизмы нейтрофилов как перспективные мишени для фармакологической модуляции неспецифической защиты организма // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии, 2018. Т. 95, № 3. С. 96-105.

11. Мечников И.И. Невосприимчивость в инфекционных болезнях. 3-е изд. М.: URSS, 2011. 708 с. [Mechnikov I.I. Immunity in infectious diseases. 3rd ed]. Moscow: URSS, 2011. 708 p.

12. Попова М.О. Диагностика и лечение инвазивных микозов в гематологии и трансплантации костного мозга [Электронный ресурс]. Первый Санкт-Петербургский государственный медицинский университет имени академика И.П. Павлова. 43 с. Режим доступа: https://fdbmtspb.com/wp-content/uploads/2024/07/Kniga-diagnostika-i-lechenie-im-v-gematologii-i-tgsk-2024.pdf. (Дата обращения: 07.11.2024).

13. Сепсис (у взрослых): клинические рекомендации Министерства здравоохранения Российской Федерации. М., 2024. 160 с. [Sepsis (in adults): Clinical guidelines of the Ministry of Health of the Russian Federation]. Moscow, 2024. 160 p.

14. Хостелиди С.Н., Козлова О.П., Шадривова О.В., Шагдилеева Е.В., Борзова Ю.В., Смирнов С.А., Сатурнов А.В., Успенская О.С., Рысев А.В., Пичугина Г.А., Гусев Д.А., Завражнов А.А., Колбин А.С., Руслякова И.А., Рубинчик В.Е., Соболь М.М., Танилова Л.И., Журавель С.В., Авдеенко Ю.Л., Шурпицкая О.А., Гордеева С.А., Богомолова Т.С., Оганесян Э.Г., Игнатьева С.М., Тараскина Е.А., Васильева Н.В. Инвазивные микозы в отделениях реанимации и интенсивной терапии (анализ данных регистров и обзор литературы) // Проблемы медицинской микологии, 2024. Т. 26, № 1. С. 3-21.

15. Akoumianaki T., Kyrmizi I., Valsecchi I., Gresnigt M.S., Samonis G., Drakos E., Boumpas D., Muszkieta L., Prevost M-C., Kontoyiannis D.P., Chavakis T., Netea M.G., van de Veerdonk F.L., Brakhage A.A., El-Benna J., Beauvais A., Latge J-P., Chamilos G. Aspergillus cell wall melanin blocks LC3-associated phagocytosis to promote pathogenicity. Cell Host Microbe, 2016, Vol. 19, no. 1, pp. 79-90.

16. Arastehfar A., Carvalho A., Houbraken J., Lombardi L., Garcia-Rubio R., Jenks J.D., Rivero-Menendez O., Aljohani R., Jacobsen I.D., Berman J., Osherov N., Hedayati M.T., Ilkit M., Armstrong-James D., Gabaldón T., Meletiadis J., Kostrzewa M., Pan W., Lass-Flörl C., Perlin D.S., Hoenigl M. Aspergillus fumigatus and aspergillosis: From basics to clinics. Stud. Mycol., 2021, Vol. 100, no. 1, 100115. doi: 10.1016/j.simyco.2021.100115.

17. Ascioglu S., Rex J.H., de Pauw B., Bennett J.E., Bille J., Crokaert F., Denning D.W., Donnelly J.P., Edwards J.E., Erjavec Z., Fiere D., Lortholary O., Maertens J., Meis J.F., Patterson T.F., Ritter J., Selleslag D., Shah P.M., Stevens D.A., Walsh T.J. Defining opportunistic invasive fungal infections in immunocompromised patients with cancer and hematopoietic stem cell transplants: an international consensus. Clin. Infect. Dis., 2002, Vol. 34, no. 1, pp. 7-14.

18. Bianchi M., Hakkim A., Brinkmann V., Siler U., Seger R.A., Zychlinsky A., Reichenbach J. Restoration of NET formation by gene therapy in CGD controls aspergillosis. Blood, 2009, Vol. 114, no. 13, pp. 2619-2622.

19. Bianchi M., Niemiec M.J., Siler U., Urban C.F., Reichenbach J. Restoration of anti-Aspergillus defense by neutrophil extracellular traps in human chronic granulomatous disease after gene therapy is calprotectin-dependent. J. Allergy Clin. Immunol., 2011, Vol. 127, no. 5, pp. 1243-1252.e7.

20. Brakhage A.A., Zimmermann A-K., Rivieccio F., Corissa Visser C., Blango M.G. Host-derived extracellular vesicles for antimicrobial defense. MicroLife, 2021, Vol. 2, uqab003. doi: 10.1093/femsml/uqab003.

21. Branzk N., Lubojemska A., Hardison S.E., Wang Q., Gutierrez M.G., Brown G.D., Papayannopoulos V. Neutrophils sense microbe size and selectively release neutrophil extracellular traps in response to large pathogens. Nat. Immunol., 2014, Vol. 15, no. 11, pp. 1017-1025.

22. Brown L., Yipp B.G. Neutrophil swarming: Is a good offense the best defense? iScience, 2023, Vol. 26, no. 9, 107655. doi: 10.1016/j.isci.2023.107655.

23. Burgener S.S., Schroder K. Neutrophil extracellular traps in host defense. Cold Spring Harb Perspect Biol., 2019, Vol. 12, no. 7, a037028. doi: 10.1101/cshperspect.a037028.

24. Carvalho A., Cunha C., Bistoni F., Romani L. Immunotherapy of aspergillosis. Clin. Microbiol. Infect., 2012, Vol. 18, no. 2, pp. 120-125.

25. Casadevall A. Immunity to invasive fungal diseases. Annu. Rev. Immunol., 2022, Vol. 40, pp. 121-141.

26. Casalini G., Giacomelli A., Antinori S. The WHO fungal priority pathogens list: a crucial reappraisal to review the prioritization. Lancet Microbe, 2024, Vol. 5, no. 7, pp. 717-724.

27. Chtanova T., Schaeffer M., Han S.J., van Dooren G.G., Nollmann M., Herzmark P., Chan S.W., Satija H., Camfield K., Aaron H., Striepen B., Robey E.A. Dynamics of neutrophil migration in lymph nodes during infection. Immunity, 2008, Vol. 29, no. 3, pp. 487-496.

28. Clark H.L., Abbondante S., Minns M.S., Greenberg E.N., Sun Y., Pearlman E. Protein deiminase 4 and CR3 regulate Aspergillus fumigatus and β-glucan-induced neutrophil extracellular trap formation, but hyphal killing is dependent only on CR3. Front. Immunol., 2018, Vol. 9, 1182. doi: 10.3389/fimmu.2018.01182.

29. Cortez K.J., Lyman C.A., Kottilil S., Kim H.S., Roilides E., Yang J., Fullmer B., Lempicki R., Walsh T.J. Functional genomics of innate host defense molecules in normal human monocytes in response to Aspergillus fumigatus. Infect. Immun., 2006, Vol. 74, no. 4, pp. 2353-2365.

30. Cottier F., Hall R.A. Face/Off: The Interchangeable Side of Candida albicans. Front. Cell. Infect. Microbiol., 2020, Vol. 9, 471. doi: 10.3389/fcimb.2019.00471.

31. De Pauw B., Walsh T.J., Donnelly J.P., Stevens D.A., Edwards J.E., Calandra T., Pappas P.G., Maertens J., Lortholary O., Kauffman C.A., Denning D.W., Patterson T.F., Maschmeyer G., Bille J., Dismukes W.E., Herbrecht R., Hope W.W., Kibbler C.C., Kullberg B.J., Marr K.A., Muñoz P., Odds F.C., Perfect J.R., Restrepo A., Ruhnke M., Segal B.H., Sobel J.D., Sorrell T.C., Viscoli C., Wingard J.R., Zaoutis T., Bennett J.E. Revised definitions of invasive fungal disease from the European Organization for Research and Treatment of Cancer/Invasive Fungal Infections Cooperative Group and the National Institute of Allergy and Infectious Diseases Mycoses Study Group (EORTC/ MSG) Consensus Group. Clin. Infect. Dis., 2008, Vol. 46, no. 12, pp. 1813-1821.

32. Denning D.W. Global incidence and mortality of severe fungal disease. Lancet Infect. Dis., 2024, Vol. 24, no. 7, pp. E428-E438.

33. Desai J.V., Lionakis M.S. The role of neutrophils in host defense against invasive fungal infections. Curr. Clin. Microbiol. Rep., 2018, Vol. 5, no. 3, pp. 181-189.

34. Donnelly J.P., Chen S.C., Kauffman C.A., Steinbach W.J., Baddley J.W., Verweij P.E., Clancy C.J., Wingard J.R., Lockhart S.R., Groll A.H., Sorrell T.C., Bassetti M., Akan H., Alexander B.D., Andes D., Azoulay E., Bialek R., Bradsher R.W., Bretagne S., Calandra T., Caliendo A.M., Castagnola E., Cruciani M., Cuenca-Estrella M., Decker C.F., Desai S.R., Fisher B., Harrison T., Heussel C.P., Jensen H.E., Kibbler C.C., Kontoyiannis D.P., Kullberg B-J., Lagrou K., Lamoth F., Lehrnbecher T., Loeffler J., Lortholary O., Maertens J., Marchetti O., Marr K.A., Masur H., Meis J.F., Morrisey C.O., Nucci M., Ostrosky-Zeichner L., Pagano L., Patterson T.F., Perfect J.R., Racil Z., Roilides E., Ruhnke M., Prokop C.S., Shoham S., Slavin M.A., Stevens D.A., Thompson G.R., Vazquez J.A., Viscoli C., Walsh T.J., Warris A., Wheat L.J., White P.L., Zaoutis T.E., Pappas P.G. Revision and update of the consensus definitions of invasive fungal disease from the european organization for research and treatment of cancer and the mycoses study group education and research consortium. Clin. Infect. Dis., 2020, Vol. 71, no. 6, pp. 1367-1376.

35. Du H., Bing J., Hu T., Ennis C.L. Nobile C.J., Huang G. Candida auris: Epidemiology, biology, antifungal resistance, and virulence. PLoS Pathog., 2020, Vol. 16, no. 10, e1008921. doi: 10.1371/journal.ppat.1008921.

36. Earle K., Valero C., Conn D.P., Vere G., Cook P.C., Bromley M.J., Bowyer P., Gago S. Pathogenicity and virulence of Aspergillus fumigatus. Virulence, 2023, Vol. 14, no. 1, 2172264. doi: 10.1080/21505594.2023.2172264.

37. Ellett F., Jorgensen J., Frydman G.H., Jones C.N., Irimia D. Neutrophil interactions stimulate evasive hyphal branching by Aspergillus fumigatus. PLoS Pathogens, 2017, Vol. 13, no. 1, e1006154. doi: 10.1371/journal. ppat.1006154.

38. Fang W., Junqi W., Mingrong C., Zhu X., Du M., Chen C., Liao W., Zhi K., Pan W. Diagnosis of invasive fungal infections: challenges and recent developments. J. Biomed. Sci., 2023, Vol. 30, no. 1, 42. doi: 10.1186/s12929-023-00926-2.

39. Fischer J., Gresnigt M.S., Werz O., Hube B., Garscha U. Candida albicans-induced leukotriene biosynthesis in neutrophils is restricted to the hyphal morphology. FASEB J., 2021, Vol. 35, no. 10, e21820. doi: org/10.1096/fj.202100516rr.

40. Fites J.S., Gui M., Kernien J.F., Negoro P., Dagher Z., Sykes D.B., Nett J.E., Mansour M.K., Klein B.S. An unappreciated role for neutrophil-DC hybrids in immunity to invasive fungal infections. PLoS Pathog., 2018, Vol. 14, no. 5, e1007073. doi: 10.1371/journal.ppat.1007073.

41. Ganesh K., Joshi M.B. Neutrophil sub-types in maintaining immune homeostasis during steady state, infections and sterile inflammation. Inflamm. Res., 2023, Vol. 72, pp. 1175-1192.

42. Gazendam R.P., van Hamme J.L., Tool A.T.J., Hoogenboezem M., van den Berg J.M., Prins J.M., Vitkov L., van de Veerdonk F.L., van den Berg T.K., Roos D., Kuijpers T.W. Human neutrophils use different mechanisms to kill Aspergillus fumigatus conidia and hyphae: evidence from phagocyte defects. J. Immunol., 2016, Vol. 196, no. 3, pp. 1272-1283.

43. Gómez-Gaviria M., Martínez-Álvarez J.A., Chávez-Santiago J.O., Mora-Montes H.M. Candida haemulonii Complex and Candida auris: Biology, Virulence Factors, Immune Response, and Multidrug Resistance. Infect. Drug Resist., 2023, Vol. 16, pp. 1455-1470.

44. Gravelat F.N., Beauvais A., Liu H., Lee M.J., Snarr B.D., Chen D., Xu W., Kravtsov I., Hoareau C.M.Q., Vanier G., Urb M., Campoli P., Al Abdallah Q., Lehoux M., Chabot J.C., Ouimet M-C., Baptista S.D., Fritz J.H., Nierman W.C., Latgé J.P., Mitchell A.P., Filler S.G., Fontaine T., Sheppard D.C Aspergillus galactosaminogalactan mediates adherence to host constituents and conceals hyphal β-glucan from the immune system. PLoS Pathog., 2013, Vol. 9, no. 8, e1003575. doi: 10.1371/journal.ppat.1003575.

45. Gravelat F.N., Ejzykowicz D.E., Chiang L.Y., Chabot J.C., Urb M., Macdonald K.D., Al-Bader N., Filler S.G., Sheppard D.C. Aspergillus fumigatus MedA governs adherence, host cell interactions and virulence. Cell. Microbiol., 2010, Vol. 12, no. 4, pp. 473-488.

46. Hind L.E., Giese M.A., Schoen T.J., Beebe D.J., Keller N., Huttenlocher A. Immune Cell Paracrine Signaling Drives the Neutrophil Response to A. fumigatus in an Infection-on-a-Chip Model. Cell. Mol. Bioeng., 2021, Vol. 14, pp. 133-145.

47. Hoenigl M., Arastehfar A., Arendrup M.C., Brüggemann R., Carvalho A., Chiller T., Chen S., Egger M., Feys S., Gangneux J-P., Gold J.A.W., Groll A.H., Heylen J., Jenks J.D., Krause R., Lagrou K., Lamoth F., Prattes J., Sedik S., Wauters J., Wiederhold N.P., Thompson G.R. Novel antifungals and treatment approaches to tackle resistance and improve outcomes of invasive fungal disease. Clin. Microbiol. Rev., 2024, Vol. 37, no. 2, e0007423. doi: 10.1128/cmr.00074-23.

48. Hoenigl M., Salmanton-García J., Egger M., Gangneux J-P., Bicanic T., Arikan-Akdagli S., Alastruey-Izquierdo A., Klimko N., Barac A., Özenci V., Meijer E.F.J., Khanna N., Bassetti M., Rautemaa-Richardson R., Lagrou K., Adam K-M., Akalin E.H., Akova M., Arsenijevic V.A., Aujayeb A., Blennow O., Bretagne S., Danion F., Denis B., de Jonge N.A., Desoubeaux G., Drgona L., Erben N., Gori A., Rodríguez J.G., Garcia-Vidal C., Giacobbe D.R., Goodman A.L., Hamal P., Hammarström H., Toscano C., Lanternier F., Lass-Flörl C., Lockhart D.E.A., Longval T., Loughlin L., Matos T., Mikulska M., Narayanan M., Martín-Pérez S., Prattes J., Rogers B., Rahimli L., Ruiz M., Roilides E., Samarkos M., Scharmann U., Sili U., Sipahi O.R., Sivakova A., Steinmann J., Trauth J., Turhan O., Praet J.V., Vena A., White L., Willinger B., Tortorano A.M., Arendrup M.C., Koehler P., Cornely O.A. Guideline adherence and survival of patients with сandidaemia in Europe: results from the ECMM Candida III multinational European observational cohort study. Lancet Infect. Dis., 2023, Vol. 23, no. 6, pp. 751-761.

49. Hopke A., Lin T., Scherer A.K., Shay A.E., Timmer K.D., Wilson-Mifsud B., Mansour M.K., Serhan C.N., Irimia D., Hurley B.P. Transcellular biosynthesis of leukotriene B4 orchestrates neutrophil swarming to fungi. iScience, 2022, Vol. 25, no. 10, 105226. doi: 10.1016/j.isci.2022.105226.

50. Hopke A., Scherer A., Kreuzburg S., Abers M.S., Zerbe C.S., Dinauer M.C., Mansour M.K., Irimia D. Neutrophil swarming delays the growth of clusters of pathogenic fungi. Nat. Commun., 2020, Vol. 11, no. 1, 2031. doi: 10.1038/s41467-020-15834-4.

51. Isles H.M., Loynes C.A., Alasmari S., Kon F.C., Henry K.M., Kadochnikova A., Hales J., Muir C.F., Keightley M-C., Kadirkamanathan V., Hamilton N., Lieschke G.J., Renshaw S.A., Elks P.M. Pioneer neutrophils release chromatin within in vivo swarms. eLife, 2021, Vol. 10, e68755. doi: 10.7554/eLife.68755.

52. Johnson C.J., Cabezas-Olcoz J., Kernien J.F., Wang S.X., Beebe D.J., Huttenlocher A., Ansari H., Nett J.E. The extracellular matrix of Candida albicans biofilms impairs formation of neutrophil extracellular traps. PLoS Pathog., 2016, Vol. 12, no. 9, e1005884. doi: 10.1371/journal.ppat.1005884.

53. Johnson C.J., Davis J.M., Huttenlocher A., Kernien J.F., Nett J.E. Emerging fungal pathogen Candida auris evades neutrophil attack. mBio, 2018, Vol. 9, e01403-18. doi: 10.1128/mbio.01403-18.

54. Jones C.N., Ellett F., Robertson A.L., Forrest K.M., Judice K., Balkovec J.M., Springer M., Markmann J.F., Vyas J.M., Warren H.S., Irimia D. Bifunctional Small Molecules Enhance Neutrophil Activities Against Aspergillus fumigatus in vivo and in vitro. Front. Immunol., 2019, Vol. 10, 644. doi: 10.3389/fimmu.2019.00644.

55. Kasper L., Konig A., Koenig P.A., Gresnigt M.S., Westman J., Drummond R.A., Lionakis M.S., Groß O., Ruland J., Naglik J.R., Hube B. The fungal peptide toxin Candidalysin activates the NLRP3 inflammasome and causes cytolysis in mononuclear phagocytes. Nat. Commun., 2018, Vol. 9, no. 1, 4260. doi: 10.1038/s41467-018-06607-1.

56. Kernien J.F., Johnson C.J., Nett J.E. Conserved inhibition of neutrophil extracellular trap release by clinical Candida albicans biofilms. J. Fungi (Basel), 2017, Vol. 3, no. 3, 49. doi: 10.3390/jof3030049.

57. Koch B.E.V., Hajdamowicz N.H., Lagendijk E., Ram A.F.J., Meijer A.H. Aspergillus fumigatus establishes infection in zebrafish by germination of phagocytized conidia, while Aspergillus niger relies on extracellular germination. Sci. Rep., 2019, Vol. 9, no. 1, 12791. doi: 10.1038/s41598-019-49284-w.

58. Lämmermann T., Afonso P., Angermann B., Wang J.M., Kastenmüller W., Parent C.A., Germain R.N. Neutrophil swarms require LTB4 and integrins at sites of cell death in vivo. Nature, 2013, Vol. 498, no. 7454, pp. 371-375.

59. Lee E.K.S., Gillrie M.R., Li L., Arnason J.W., Kim J.H., Babes L., Lou Y., Sanati-Nezhad A., Kyei S.K., Kelly M.M., Mody C.H., Ho M., Yipp B.G. Leukotriene B4-mediated neutrophil recruitment causes pulmonary capillaritis during lethal fungal sepsis. Cell Host Microbe, 2018, Vol. 23, no. 1, pp. 121-133.

60. Lee M.J., Liu H., Barker B.M., Snarr B.D., Gravelat F.N., Al Abdallah Q., Gavino C., Baistrocchi S.R., Ostapska H., Xiao T., Ralph B., Solis N.V., Lehoux M., Baptista S.D., Thammahong A., Cerone R.P., Kaminskyj S.G.W., Guiot M-C., Latgé J-P., Fontaine T., Vinh D.C., Filler S.G., Sheppard D.C. The Fungal Exopolysaccharide galactosaminogalactan mediates virulence by enhancing resistance to neutrophil extracellular traps. PLoS Pathog., 2015, Vol. 11, no. 10, e1005187. doi: 10.1371/journal.ppat.1005187.

61. Li Z., Yuan T. Neutrophil extracellular traps in adult diseases and neonatal bacterial infectious diseases: A review. Heliyon, 2024, Vol. 10, no. 1, e23559. doi: 10.1016/j.heliyon.2023.e23559.

62. Matsushima H., Geng S., Lu R., Okamoto T., Yao Y., Mayuzumi N., Kotol P.F., Chojnacki B.J., Miyazaki T., Gallo R.L., Takashima A. Neutrophil differentiation into a unique hybrid population exhibiting dual phenotype and functionality of neutrophils and dendritic cells. Blood, 2013, Vol. 121, no. 10, pp. 1677-1689.

63. Mba I.E., Nweze E.I. Mechanism of Candida pathogenesis: revisiting the vital drivers. European Journal of Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2020, Vol. 39, pp. 1797-1819.

64. McCormick A., Heesemann L., Wagener J., Marcos V., Hartl D., Loeffler J., Heesemann J., Ebel F. NETs formed by human neutrophils inhibit growth of the pathogenic mold Aspergillus fumigatus. Microbes Infect., 2010, Vol. 12, pp. 928-936. doi: 10.1016/j.micinf.2010.06.009.

65. McKenna E., Mhaonaigh A.U., Wubben R., Dwivedi A., Hurley T., Kelly L.A., Stevenson N.J., Little M.A., Molloy E.J. Neutrophils: Need for Standardized Nomenclature. Front. Immunol., 2021, Vol. 12, 602963. doi: 10.3389/fimmu.2021.602963.

66. Mihlan M., Glaser K.M., Epple M.W., Lämmermann T. Neutrophils: amoeboid migration and swarming dynamics in tissues. Front. Cell. Dev. Biol., 2022, Vol. 10, 871789. doi: 10.3389/fcell.2022.871789.

67. Mircescu M.M., Lipuma L., van Rooijen N., Pamer E.G., Hohl T.M. Essential role for neutrophils but not alveolar macrophages at early time points following Aspergillus fumigatus infection. J. Infect. Dis., 2009, Vol. 200, no. 4, pp. 647-656.

68. Noble S.M., Gianetti B.A., Witchley J.N. Candida albicans cell-type switching and functional plasticity in the mammalian host. Nat. Rev. Microbiol., 2017, Vol. 15, no. 2, pp. 96-108.

69. Pfister H. Neutrophil Extracellular Traps and Neutrophil-Derived Extracellular Vesicles: Common Players in Neutrophil Effector Functions. Diagnostics, 2022, Vol. 12, no. 7, 1715. doi: 10.3390/diagnostics12071715. 70. Rafiq M., Rivieccio F., Zimmermann A., Visser C., Bruch A., Krüger T., Rojas K.G., Kniemeyer O., Blango M.G., Brakhage A.A. PLB-985 neutrophil-like cells as a model to study Aspergillus fumigatus pathogenesis. mSphere, 2022, Vol. 7, no. 1, e00940-21. doi: 10.1128/msphere.00940-21.

70. Ravindran M., Khan M.A., Palaniyar N. Neutrophil extracellular trap formation: physiology, pathology, and pharmacology. Biomolecules, 2019, Vol. 9, no. 8, 365. doi: 10.3390/biom9080365.

71. Reátegui E., Jalali F., Khankhel A.H., Wong E., Cho H., Lee J., Serhan C.N., Dalli J., Elliott H., Irimia D. Microscale arrays for the profiling of start and stop signals coordinating human-neutrophil swarming. Nat. Biomed. Eng., 2017, Vol. 1, 0094. doi: 10.1038/s41551-017-0094.

72. Reedy J.L., Jensen K.N., Crossen A.J., Basham K.J., Ward R.A., Reardon C.M., Harding H.B., Hepworth O.W., Simaku P., Kwaku G.N., Tone K., Willment J.A., Reid D.M., Stappers M.H.T., Brown G.D., Rajagopal J., Vyas J.M. Fungal melanin suppresses airway epithelial chemokine secretion through blockade of calcium fluxing. Nat. Commun., 2024, Vol. 15, no. 1, 5817. doi: 10.1038/s41467-024-50100-x.

73. Rosowski E.E., Knox B.P., Archambault L.S., Huttenlocher A., Keller N.P., Wheeler R.T., Davis J.M. The Zebrafish as a model host for invasive fungal infections. J. Fungi (Basel), 2018, Vol. 4, no. 4, 136. doi: 10.3390/ jof4040136.

74. Rosowski E.E., Raffa N., Knox B.P., Golenberg N., Keller N.P., Huttenlocher A. Macrophages inhibit Aspergillus fumigatus germination and neutrophil-mediated fungal killing. PLoS Pathog., 2018, Vol. 14, no. 8, e1007229. doi: 10.1371/journal.ppat.1007229.

75. Scherer A.K., Hopke A., Sykes D.B., Irimia D., Mansour M.K. Host defense against fungal pathogens: Adaptable neutrophil responses and the promise of therapeutic opportunities? PLoS Pathog., 2021, Vol. 17, no. 7, e1009691. doi: 10.1371/journal.ppat.1009691.

76. Schoen T.J., Calise D.G., Bok J.W., Giese M.A., Nwagwu C.D., Zarnowski R., Andes D., Huttenlocher A., Keller N.P. Aspergillus fumigatus transcription factor ZfpA regulates hyphal development and alters susceptibility to antifungals and neutrophil killing during infection. PLoS Pathog., 2023, Vol. 19, no. 5, e1011152. doi: 10.1371/journal.ppat.1011152.

77. Schoen T.J., Rosowski E.E., Knox B.P., Bennin D., Keller N.P., Huttenlocher A. Neutrophil phagocyte oxidase activity controls invasive fungal growth and inflammation in zebrafish. J. Cell Sci., 2019, Vol. 133, no. 5, jcs236539. doi: 10.1242/jcs.236539.

78. Schultz B.M., Acevedo O.A., Kalergis A.M., Bueno S.M. Role of extracellular trap release during bacterial and viral infection. Front. Microbiol., 2022, Vol. 13, 798853. doi: 10.3389/fmicb.2022.798853.

79. Shopova I.A., Belyaev I., Dasari P., Jahreis S., Stroe M.C., Cseresnyés Z., Zimmermann A-K., Medyukhina A., Svensson C-M., Krüger T., Szeifert V., Nietzsche S., Conrad T., Blango M.G., Kniemeyer O., von Lilienfeld-Toal M., Zipfel P.F., Ligeti E., Figge M.T., Brakhage A.A. Human neutrophils produce antifungal extracellular vesicles against Aspergillus fumigatus. mBio, 2020, Vol. 11, no. 2, e00596-20. doi: 10.1128/mbio.00596-20.

80. Song Z., Bhattacharya S., Clemens R.A, Dinauer M.C. Molecular regulation of neutrophil swarming in health and disease: Lessons from the phagocyte oxidase. iScience, 2023, Vol. 26, no. 10, 108034. doi: 10.1016/j. isci.2023.108034. 82. Song Z., Huang G., Chiquetto Paracatu L., Grimes D., Gu J., Luke C.J., Clemens R.A., Dinauer M.C. NADPH oxidase controls pulmonary neutrophil infiltration in the response to fungal cell walls by limiting LTB4. Blood, 2020, Vol. 135, no. 12, pp. 891-903.

81. Sykes D.B., Martinelli M.M., Negoro P., Xu S., Maxcy K., Timmer K., Viens A.L., Alexander N.J., Atallah J., Snarr B.D., Baistrocchi S.R., Atallah N.J., Hopke A., Scherer A., Rosales I., Irimia D., Sheppard D.C., Mansour M.K. Transfusable neutrophil progenitors as cellular therapy for the prevention of invasive fungal infections. J. LeukoC. Biol., 2022, Vol. 111, no. 6, pp. 1133-1145.

82. Thywißen A., Heinekamp T., Dahse H-M., Schmaler-Ripcke J., Nietzsche S., Zipfel P.F., Brakhage A.A. Conidial dihydroxynaphthalene melanin of the human pathogenic fungus Aspergillus fumigatus interferes with the host endocytosis pathway. Front. Microbiol., 2011, Vol. 2, 96. doi: 10.3389/fmicb.2011.00096.

83. Timar C.I., Lorincz A.M., Csepanyi-Komi R., Valyi-Nagy A., Nagy G., Buzas E.I., Iványi Z., Kittel A., Powell D.W., McLeish K.R., Ligeti E. Antibacterial effect of microvesicles released from human neutrophilic granulocytes. Blood, 2013, Vol. 121, no. 3, pp. 510-518.

84. Urban C.F., Nett J.E. Neutrophil extracellular traps in fungal infection. Semin. Cell Dev. Biol., 2019, Vol. 89, pp. 47-57.

85. Uwamahoro N., Verma-Gaur J., Shen H., Qu Y., Lewis R., Lu J., et al. The pathogen Candida albicans hijacks pyroptosis for escape from macrophages. mBio, 2014, Vol. 5, no. 2, e00003-14. doi: 10.1128/mbio.00003-14.

86. WHO fungal priority pathogens list to guide research, development and public health action. Geneva: World Health Organization, 2022. 48 p.

87. Zhong H., Lu R-Y., Wang Y. Neutrophil extracellular traps in fungal infections: A seesaw battle in hosts. Front. Immunol., 2022, Vol. 13, 977493. doi: 10.3389/fimmu.2022.977493.