Влияние стрептококковой аргининдеиминазы на функциональную активность CD4⁺ и CD8⁺ популяций Т-лимфоцитов периферической крови человека

Метаболизм аргинина играет важную роль в регуляции функций клеток иммунной системы у млекопитающих. Патогенные микробы используют механизм истощения аргинина для подавления иммунного ответа при инфекции. Аргининдеиминаза – микробный аргинин-гидролизующий фермент, необходимый для выживания при низком рН в очаге инфекции или внутри фаголизосом, а также в условиях низкого содержания глюкозы. Влияние бактериальной аргининдеиминазы на функции клеток адаптивного иммунного ответа остается слабо изученным. Цель исследования состояла в изучении влияния стрептококковой аргининдеиминазы на пролиферацию и аутофагию CD4⁺ и CD8⁺ популяций Т-лимфоцитов периферической крови человека.

Действие фермента на клетки изучали с использованием супернатантов разрушенных ультразвуком Streptococcus pyogenes M49-16 и его изогенного мутанта с инактивированным геном arcA (Streptococcus pyogenes M49-16delarcA). Исследование проводили с использованием крови здоровых доноров. Фракцию мононуклеарных лейкоцитов выделяли путем центрифугирования на градиенте плотности Фиколла. Для оценки пролиферации использовали метод, основанный на окрашивании внутриклеточных белков прижизненным флуоресцентным красителем carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE). Исследование уровня аутофагии в клетках проводили с использованием флуоресцентного красителя Lysotracker Green DND-26. Для анализа пролиферации и аутофагии Т-хелперов (CD3⁺CD4⁺) и цитотоксических Т-лимфоцитов (CD3⁺CD4^-) клеточные суспензии, окрашивали антителами против CD4, CD45RA, и CD3. Долю клеток в состоянии некроза определяли путем их окрашивания флуоресцентным ДНК-связывающим красителем DAPI. Нормальность распределения оценивали тестом Шапиро–Уилка. Данные были проанализированы с использованием критерия Краскела–Уоллиса с последующим применением критерия Манна–Уитни для попарных сравнений и выражены в виде медианы и межквартильных диапазонов (Q_0,25-Q_0,75).

Сравнение эффектов супернатантов разрушенных стрептококков исходного и мутантного штаммов, которые отличались по экспрессии одного гена аргининдеиминазы, показало, что бактериальный фермент не оказывал влияния на функции неактивированных лимфоцитов. Однако стрептококковая аргининдеиминаза полностью подавляла стимулированную anti-CD2/CD3/CD28 антителами пролиферацию CD4⁺ и CD8⁺Т-лимфоцитов. Эти эффекты сопровождались снижением в клетках уровня аутофагии. В то же время аргининдеиминаза не обладала цитотоксическими эффектами в отношении лимфоцитов. Введение супрафизиологических концентраций L-аргинина исследуемые восстанавливало клеточные функции. Различий между исследуемыми параметрами CD4⁺ и CD8⁺ популяций Т-лимфоцитов выявлено не было.

Полученные данные показывают, что антипролиферативное действие аргининдеиминазы может быть связано со способностью фермента ингибировать аутофагию и доказывают способность бактериального фермента подавлять адаптивные иммунные реакции организма-хозяина.

1. Головин А.C., Старикова Э.A., Фрейдлин И.C. Влияние аргининдеиминазы Streptococcus pyogenes на бактерицидную активность макрофагов // Медицинский академический журнал, 2016. Т. 16, № 4. С. 152-152.

2. Arbogast F., Gros F. Lymphocyte autophagy in homeostasis, activation, and inflammatory diseases. Front. Immunol., 2018, Vol. 9, 1801. doi: 10.3389/fimmu.2018.01801.

3. Cusumano Z.T., Watson M.E., Caparon M.G. Streptococcus pyogenes arginine and citrulline catabolism promotes infection and modulates innate immunity. Infect. Immun., 2014, Vol. 82, no. 1, pp. 233-242.

4. Degnan B.A., Palmer J.M., Robson T., Jones C.E.D., Fischer M., Glanville M., Mellor G.D., Diamond A.G., Kehoe M.A., Goodacre J. Inhibition of human peripheral blood mononuclear cell proliferation by streptococcus pyogenes cell extract is associated with arginine deiminase activity. Infect. Immun., 1998, Vol. 66, no. 7, pp. 3050-3058.

5. Dowling J.K., Afzal R., Gearing L.J., Cervantes-Silva M.P., Annett S., Davis G.M., de Santi C., Assmann N., Dettmer K., Gough D.J., Bantug G.R., Hamid F.I., Nally F.K., Duffy C.P., Gorman A.L., Liddicoat A.M., Lavelle E.C., Hess C., Oefner P.J., Finlay D.K., Davey G.P., Robson T., Curtis A.M., Hertzog P.J., Williams B.R.G., McCoy C.E. Mitochondrial arginase-2 is essential for IL-10 metabolic reprogramming of inflammatory macrophages. Nat. Commun., 2021, Vol. 12, no. 1, 1460. doi: 10.1038/s41467-021-21617-2.

6. Dross S.E., Munson P.V., Kim S.E., Bratt D.L., Tunggal H.C., Gervassi A.L., Fuller D.H., Horton H. Kinetics of myeloid-derived suppressor cell frequency and function during simian immunodeficiency virus infection, combination antiretroviral therapy, and treatment interruption. J. Immunol., 2017, Vol. 198, no. 2, pp. 757-766.

7. El Kasmi K.C., Qualls J.E., Pesce J.T., Smith A.M., Thompson R.W., Henao-Tamayo M., Basaraba R.J., König T., Schleicher U., Koo M.-S., Kaplan G., Fitzgerald K.A., Tuomanen E.I., Orme I.M., Kanneganti T.-D., Bogdan C., Wynn T.A., Murray P.J. Toll-like receptor-induced arginase 1 in macrophages thwarts effective immunity against intracellular pathogens. Nat. Immunol., 2008, Vol. 9, no. 12, pp. 1399-1406.

8. Gabrilovich D.I. The dawn of myeloid-derived suppressor cells: identification of arginase I as the mechanism of immune suppression. Cancer Res., 2021, Vol. 81, no. 15, pp. 3953-3955.

9. García-Navas R., Munder M., Mollinedo F. Depletion of L-arginine induces autophagy as a cytoprotective response to endoplasmic reticulum stress in human T lymphocytes. Autophagy, 2012, Vol. 8, no. 11, pp. 1557-1576.

10. Gaur U., Roberts S.C., Dalvi R.P., Corraliza I., Ullman B., Wilson M.E. An effect of parasite-encoded arginase on the outcome of murine cutaneous leishmaniasis. J. Immunol., 2007, Vol. 179, no. 12, pp. 8446-8453.

11. Ghosh S.; Navarathna D.H.M.L.P.; Roberts D.D.; Cooper J.T.; Atkin A.L.; Petro T.M.; Nickerson K.W. Arginine-induced germ tube formation in Candida albicans is essential for escape from murine macrophage line RAW 264.7. Infect. Immun., 2009, Vol. 77, no. 4, pp. 1596-1605.

12. Gobert A.P., McGee D.J., Akhtar M., Mendz G.L., Newton J.C., Cheng Y., Mobley H.L., Wilson K.T. Helicobacter pylori arginase inhibits nitric oxide production by eukaryotic cells: a strategy for bacterial survival. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2001, Vol. 98, no. 24, pp. 13844-13849.

13. Gong H., Zölzer F., von Recklinghausen G., Rössler J., Breit S., Havers W., Fotsis T., Schweigerer L. Arginine deiminase inhibits proliferation of human leukemia cells more potently than asparaginase by inducing cell cycle arrest and apoptosis. Leukemia, 2000, Vol. 14, no. 5, pp. 826-829.

14. Han R.Z., Xu G.C., Dong J.J., Ni Y. Arginine deiminase: recent advances in discovery, crystal structure, and protein engineering for improved properties as an anti-tumor drug. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2016, Vol. 100, no. 11, pp. 4747-4760.

15. Hirose Y., Yamaguchi M., Sumitomo T., Nakata M., Hanada T., Okuzaki D., Motooka D., Mori Y., Kawasaki H., Coady A., Uchiyama S., Hiraoka M., Zurich R.H., Amagai M., Nizet V., Kawabata S. Streptococcus pyogenes upregulates arginine catabolism to exert its pathogenesis on the skin surface. Cell Rep., 2021, Vol. 34, no. 13, 108924. doi: 10.1016/j.celrep.2021.108924.

16. Kanamoto T., Sato S., Nakashima H., Inoue M. Proliferation of mitogen-stimulated human peripheral blood mononuclear cells is inhibited by extracellular arginine deiminase of Granulicatella elegans isolated from the human mouth. J. Infect. Chemother., 2007, Vol. 13, no. 5, pp. 353-355.

17. Kim R.H., Coates J.M., Bowles T.L., McNerney G.P., Sutcliffe J., Jung J.U., Gandour-Edwards R., Chuang F.Y.S., Bold R.J., Kung H.-J. Arginine deiminase as a novel therapy for prostate cancer induces autophagy and caspaseindependent apoptosis. Cancer Res., 2009, Vol. 69, no. 2, pp. 700-708.

18. Kim J.-E., Kim S.Y., Lee K.W., Lee H.J. Arginine deiminase originating from Lactococcus lactis ssp. lactis American Type Culture Collection (ATCC) 7962 induces G1-phase cell-cycle arrest and apoptosis in SNU-1 stomach adenocarcinoma cells. Br. J. Nutr., 2009, Vol. 102, no. 10, pp. 1469-1476.

19. Köstlin-Gille N., Gille C. Myeloid-Derived Suppressor Cells in Pregnancy and the Neonatal Period. Front. Immunol., 2020, Vol. 11, 584712. doi: 10.3389/fimmu.2020.584712.

20. Lahiri A., Das P., Chakravortty D. Arginase modulates Salmonella induced nitric oxide production in RAW264.7 macrophages and is required for Salmonella pathogenesis in mice model of infection. Microbes Infect., 2008, Vol. 10, no. 10-11, pp. 1166-1174.

21. Lahmar Q., Schouppe E., Morias Y., van Overmeire E., de Baetselier P., Movahedi K., Laoui D., Sarukhan A., van Ginderachter J.A. Monocytic myeloid-derived suppressor cells home to tumor-draining lymph nodes via CCR2 and locally modulate the immune response. Cell. Immunol., 2021, Vol. 362, 104296. doi: 10.1016/j.cellimm.2021.104296.

22. Macian F., Autophagy in T Cell Function and Aging. Front. Cell Dev. Biol., 2019, Vol. 7, 213. doi: 10.3389/fcell.2019.00213.

23. Mammedova J.T., Sokolov A.V., Burova L.A., Karaseva A.B., Grudinina N.A., Gorbunov N.P., Malashicheva A.B., Semenova D.S., Kiseleva E.P., Starikova E.A. Streptococcal arginine deiminase regulates endothelial inflammation, mTOR pathway and autophagy. Immunobiology, 2023, Vol. 228, no. 2, 152344. doi: 10.1016/j.imbio.2023.152344.

24. Murera D., Arbogast F., Arnold J., Bouis D., Muller S., Gros F. CD4 T cell autophagy is integral to memory maintenance. Sci. Rep., 2018, Vol. 8, no. 1, 5951. doi: 10.1038/s41598-018-23993-0.

25. Peyraud F., Guégan J.-P., Bodet D., Nafia I., Fontan L., Auzanneau C., Cousin S., Roubaud G., Cabart M., Chomy F., Le Loarer F., Chaput N., Danlos F.-X., Planchard D., Even C., Khettab M., Tselikas L., Besse B., Barlesi F., Soria J.-C., Marabelle A., Bessede A., Italiano A. Circulating L-arginine predicts the survival of cancer patients treated with immune checkpoint inhibitors. Ann. Oncol., 2022, Vol. 33, no. 10, pp. 1041-1051.

26. Rath M., Müller I., Kropf P., Closs E.I., Munder M. Metabolism via arginase or nitric oxide synthase: two competing arginine pathways in macrophages. Front. Immunol., 2014, Vol. 5, 532. doi: 10.3389/fimmu.2014.00532.

27. Starickova E.A., Leveshko T.A., Churakina D.V., Kudryavtsev I.V., Burova L.A., Freidlin I.S. S. pyogenes M49-16 arginine deiminase inhibits proliferative activity of human peripheral blood lymphocytes. Russian Journal of Infection and Immunity, 2021, Vol. 11, no. 2, 2. doi: 10.15789/2220-7619-ADF-1363.

28. Starikova E.A., Golovin A.S., Vasilyev K.A., Karaseva A.B., Serebriakova M.K., Sokolov A.V., Kudryavtsev I.V., Burova L.A., Voynova I.V., Suvorov A.N., Vasilyev V.B., Freidlin I.S. Role of arginine deiminase in thymic atrophy during experimental Streptococcus pyogenes infection. Scand. J. Immunol., 2019, Vol. 89, no. 2, e12734. doi: 10.1111/sji.12734.

29. Starikova E.A., Rubinstein A.A., Mammedova J.T., Isakov D.V., Kudryavtsev I.V. Regulated arginine metabolism in immunopathogenesis of a wide range of diseases: is there a way to pass between scylla and charybdis? Curr. Issues Mol. Biol., 2023, Vol. 45, no. 4, pp. 3525-3551.

30. Thompson R.W., Pesce J.T., Ramalingam T., Wilson M.S., White S., Cheever A.W., Ricklefs S.M., Porcella S.F., Li L., Ellies L.G., Wynn T.A. Cationic amino acid transporter-2 regulates immunity by modulating arginase activity. PLoS Pathog., 2008, Vol. 4, no. 3, e1000023. doi: 10.1371/journal.ppat.1000023.

31. Xu X., Araki K., Li S., Han J.-H., Ye L., Tan W.G., Konieczny B.T., Bruinsma M.W., Martinez J., Pearce E.L., Green D.R., Jones D.P., Virgin H.W., Ahmed R. Autophagy is essential for effector CD8(+) T cell survival and memory formation. Nat. Immunol., 2014, Vol. 15, no. 12, pp. 1152-1161.