Фиброгенный и фибролитический потенциал различно активированных макрофагов человека

Макрофаги участвуют в регуляции фиброгенеза и процессе синтеза/деградации внеклеточного матрикса. Одним из способов реализации данной функции является продукция ими фиброгенных и фибролитических факторов, включая фибронектин, ламинин, коллаген, а также протеазы внеклеточного матрикса. Продукция большинства из них хорошо изучена в экспериментальных моделях на животных, однако в отношении макрофагов человека все еще остается много неясностей. Поэтому целью настоящего исследования являлось изучение содержания протеаз внеклеточного матрикса (ММР-2 и MMP-9, катепсина L), их ингибиторов (TIMP-1) и коллагена (I типа) в супернатантах различно активированных макрофагов человека. Нами было проведено сравнение макрофагов, дифференцированных M-CSF или GM-CSF и далее поляризованных в M1 липополисахаридом, в M2a – IL-4 и в M2c – дексаметазоном. Макрофаги получали из моноцитов периферической крови условно здоровых доноров. Содержание ММР, TIMP, катепсина и коллагена определяли с помощью соответствующих наборов иммуноферментного анализа. Согласно полученным результатам, дифференцировочные факторы играют более важное значение для продукции вышеперечисленных веществ по сравнению с поляризующими стимулами (липополисахарид, IL-4, дексаметазон). При этом макрофаги, дифференцированные M-CSF, проявляли преимущественно антифиброгенную активность благодаря выраженной продукции ММР, тогда как GM-CSF-индуцированные культуры, напротив, характеризовались профиброгенными свойствами за счет высокого уровня TIMP-1 и коллагена I типа. M1, M2a и M2c, индуцированные M-CSF, различались только по уровню продукции MMP-2, причем M2a активнее продуцировали данную металлопротеиназу по сравнению с другими подтипами. Среди GM-CSF-дифференцированных макрофагов более высокий уровень продукции TIMP-1 и, в меньшей степени, коллагена I типа был характерен для М1, тогда как супернатанты М2с отличались минимальной концентрацией указанных факторов. Что касается уровня продукции катепсина L, то он был относительно постоянным и не зависел от условий генерации макрофагов (дифференцировочных и поляризующих сигналов). Таким образом, полученные нами данные помогают идентифицировать подтипы макрофагов с антиили профиброгенным потенциалом и могут быть полезны для разработки клеточной терапии заболеваний, связанных с нарушением регуляции фиброгенеза.

1. Aristorena M., Gallardo-Vara E., Vicen M., de Las Casas-Engel M., Ojeda-Fernandez L., Nieto C., Blanco F.J., Valbuena-Diez A.C., Botella L.M., Nachtigal P., Corbi A.L., Colmenares M., Bernabeu C. MMP-12, Secreted by proinflammatory macrophages, targets endoglin in human macrophages and endothelial cells. Int. J. Mol. Sci., 2019, Vol. 20, no. 12, 3107. doi: 10.3390/ijms20123107.

2. Arpino V., Brock M., Gill S.E. The role of TIMPs in regulation of extracellular matrix proteolysis. Matrix. Biol., 2015, no. 44-46, pp. 247-254.

3. Chi P.L., Cheng C.C., Hung C.C., Wang M.T., Liu H.Y., Ke M.W., Shen M.C., Lin K.C., Kuo S.H., Hsieh P.P., Wann S.R., Huang W.C. MMP-10 from M1 macrophages promotes pulmonary vascular remodeling and pulmonary arterial hypertension. Int. J. Biol. Sci., 2022, Vol. 18, no. 1, pp. 331-348.

4. Etich J., Koch M., Wagener R., Zaucke F., Fabri M., Brachvogel B. Gene expression profiling of the extracellular matrix signature in macrophages of different activation status: relevance for skin wound healing. Int. J. Mol. Sci., 2019, Vol. 20, no. 20, 5086. doi: 10.3390/ijms20205086.

5. Hamilton T.A., Zhao C., Pavicic P.G. Jr., Datta S. Myeloid colony-stimulating factors as regulators of macrophage polarization. Front. Immunol., 2014, Vol. 5, 554. doi: 10.3389/fimmu.2014.00554.

6. Huang W.C., Sala-Newby G.B., Susana A., Johnson J.L., Newby A.C. Classical macrophage activation upregulates several matrix metalloproteinases through mitogen activated protein kinases and nuclear factor-κB. PLoS One, 2012, Vol. 7, no. 8, e42507. doi: 10.1371/journal.pone.0042507.

7. Jager N.A., Wallis de Vries B.M., Hillebrands J.L., Harlaar N.J., Tio R.A. Distribution of matrix metalloproteinases in human atherosclerotic carotid plaques and their production by smooth muscle cells and macrophage subsets. Mol. Imaging. Biol., 2016., Vol. 18, no. 2, pp. 283-291.

8. Karsdal M.A., Nielsen S.H., Leeming D.J., Langholm L.L., Nielsen M.J., Manon-Jensen T., Siebuhr A., Gudmann N.S., Rønnow S., Sand J.M., Daniels S.J., Mortensen J.H., Schuppan D. The good and the bad collagens of fibrosis – Their role in signaling and organ function. Adv. Drug. Deliv. Rev., 2017, Vol. 121, pp.43-56.

9. Lu Y., Liu S., Zhang S., Cai G., Jiang H., Su H., Li X., Hong Q., Zhang X., Chen X. Tissue inhibitor of metalloproteinase-1 promotes NIH3T3 fibroblast proliferation by activating p-Akt and cell cycle progression. Mol. Cells., 2011, Vol. 31, no. 3, pp. 225-230.

10. Newby A.C. Metalloproteinase production from macrophages – a perfect storm leading to atherosclerotic plaque rupture and myocardial infarction. Exp. Physiol., 2016, Vol. 101, no. 11, pp. 1327-1337.

11. Roma-Lavisse C., Tagzirt M., Zawadzki C., Lorenzi R., Vincentelli A., Haulon S., Juthier F., Rauch A., Corseaux D., Staels B., Jude B., Van Belle E., Susen S., Chinetti-Gbaguidi G., Dupont A. M1 and M2 macrophage proteolytic and angiogenic profile analysis in atherosclerotic patients reveals a distinctive profile in type 2 diabetes. Diab. Vasc. Dis. Res., 2015, Vol. 12, no. 4, pp. 279-289.

12. Schnoor M., Cullen P., Lorkowski J., Stolle K., Robenek H., Troyer D., Rauterberg J., Lorkowski S. Production of type VI collagen by human macrophages: a new dimension in macrophage functional heterogeneity. J. Immunol. 2008, Vol. 180, no. 8, pp. 5707-5719.

13. Simões F.C., Cahill T.J., Kenyon A., Gavriouchkina D., Vieira J.M., Sun X., Pezzolla D., Ravaud C., Masmanian E., Weinberger M., Mayes S., Lemieux M.E., Barnette D.N., Gunadasa-Rohling M., Williams R.M., Greaves D.R., Trinh L.A., Fraser S.E., Dallas S.L., Choudhury R.P., Sauka-Spengler T., Riley P.R. Macrophages directly contribute collagen to scar formation during zebrafish heart regeneration and mouse heart repair. Nat. Commun., 2020, Vol. 11, no. 1, p. 600. doi: 10.1038/s41467-019-14263-2.

14. Ucero A.C., Bakiri L., Roediger B., Suzuki M., Jimenez M., Mandal P., Braghetta P., Bonaldo P., Paz-Ares L., Fustero-Torre C., Ximenez-Embun P., Hernandez A.I., Megias D., Wagner E.F. Fra-2-expressing macrophages promote lung fibrosis in mice. J. Clin. Invest., 2019, Vol. 129, no. 8, pp. 3293-3309.

15. Zhao X., Chen J., Sun H., Zhang Y., Zou D. New insights into fibrosis from the ECM degradation perspective: the macrophage-MMP-ECM interaction. Cell. Biosci., 2022, Vol. 12, no. 1, 117. doi: 10.1186/s13578-022-00856-w.