Сопоставление разных методов оценки клеточного иммунитета к вирусу SARS-CoV-2

Большинство методов оценки Т-клеточного иммунитета трудоемки и непригодны для рутинной лабораторной диагностики. Это стимулирует исследователей к созданию доступных и воспроизводимых тестов. Цель исследования – сопоставление трех методов оценки уровня клеточного иммунного ответа на антигены вируса SARS-CoV-2 у переболевших и привитых от новой коронавирусной инфекции. Обследованы: 26 человек, перенесших COVID-19 в легкой или среднетяжелой форме (группа 1), 19 человек, дважды привитых «Спутником V», не болевших COVID-19 (группа 2), 21 человек, перенесший COVID-19 и дважды вакцинированных «Спутником V» (группа 3) и 14 человек, дважды перенесших COVID-19 (группа 4). Мононуклеары периферической крови выделяли градиентным центрифугированием. При оценке первым методом мононуклеары инкубированы с S-белком вируса SARS-CoV-2, окрашивали флуоресцентно мечеными антителами, затем на проточном цитометре BD FACS Canto II подсчитывали процент CD8^highCD107a⁺. При оценке методом ELISpot на наборе Human IFN-γ ELISpot продукцию IFNγ стимулировали S-белком SARS-CoV-2, или смесью пептидов белков SARS-CoV-2 на наборе Corona-T-test. По уровню экспрессии CD107a на CD8^high в группах 1, 2, 3 и 4 и количеству продуцентов IFNγ на S-белок вируса SARS-CoV-2 на наборе Human IFN-γ ELISpot значимых различий не обнаружено. Продукция IFNγ группы 3 (гибридный иммунитет) значимо ниже (317,29±19,04 пг/мл) групп 1 и 2 (постинфекционный и поствакцинальный иммунитет) 454,95±20,32 и 470,77±26,24 пг/мл. Относительный уровень IFNγ-продуцирующих клеток в группе 2 был выше (22,34±3,77) против 16,83±2,35 в группе 1 и 15,46±1,83 в группе 3, относительный уровень продукции IFNγ в этих группах не различался. Стимуляция полноразмерным S-белком обнаружила значимое снижение количества пятен в группе 4 (прорывной иммунитет) 30,59±2,29 против 58,97±4,47 в группе 3, а стимуляция смесью пептидов SARS-CoV-2 в группе 4 по сравнению с группой 3 выявила значимое повышение количества IFNγ-продуцирующих клеток 86,72±7,20 против 69,38±5,53 и продукции IFNγ 991,25±65,18 пг/мл против 760,76±50,70 пг/мл и в относительном выражении, 10,30±2,77 против 8,61±2,66 и 68,10±9,41 против 48,35±8,15 соответственно. Результаты трех методов оценки клеточного иммунного ответа положительно, но с разной силой коррелируют между собой.

1. Потеряев Д.А., Аббасова С.Г., Игнатьева П.Е., Стрижакова О.М., Колесник С.В., Хамитов Р.А. Оценка Т-клеточного иммунитета к SARS-CoV-2 у переболевших и вакцинированных против COVID-19 лиц с помощью ELISPOT набора ТиграТест® SARS-CoV-2 // БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение, 2021. Т. 21, № 3. С. 178-192.

2. Смердова М.А., Топтыгина А.П., Андреев Ю.Ю., Сенникова С.В., Зеткин А.Ю., Клыкова Т.Г., Беляков С.И. Гуморальный и клеточный иммунитет к антигенам вирусов кори и краснухи у здоровых людей // Инфекция и иммунитет, 2019. Т. 9, № 3-4. С. 607-611. doi: 10.15789/2220-7619-2019-3-4-607-611.

3. Топтыгина А.П., Семикина Е.Л., Алешкин В.А. Формирование и поддержание специфического клеточного ответа на вакцинацию «Приорикс» // Иммунология, 2013. Т. 34, № 5. С. 257-261.

4. Топтыгина А.П., Семикина Е.Л., Закиров Р.Ш., Афридонова З.Э. Сопоставление гуморального и клеточного иммунитета у переболевших COVID-19 // Инфекция и иммунитет, 2022. Т. 12, № 3. С.495-504. doi: 10.15789/2220-7619-COT-1809.

5. Aktas E., Kucuksezer U.C., Bilgic S., Erten G., Deniz G. Relationship between CD107a expression and cytotoxic activity. Cell Immunol., 2009, Vol. 254, no. 2, pp. 149-154.

6. Beňová K., Hancková M., Koči K., Kúdelová M., Betáková T. T cells and their function in the immune response to viruses. Acta Virol., 2020, Vol. 64, no. 2, pp. 131-143.

7. Betts M.R., Brenchley J.M., Price D.A., de Rosa S.C., Douek D.C., Roederer M., Koup R.A. Sensitive and viable identification of antigen-specific CD8+ T cells by a flow cytometric assay for degranulation. J. Immunol. Methods, 2003, Vol. 281, no. 1-2, pp. 65-78.

8. Bouwman W., Verhaegh W., Holtzer L., van de Stolpe A. Measurement of cellular immune response to viral infection and vaccination. Front. Immunol., 2020, Vol. 11, 575074. doi: 10.3389/fimmu.2020.575074.

9. Braun J., Loyal L., Frentsch M., Wendisch D., Georg P., Kurth F., Hippenstiel S., Dingeldey M., Kruse B., Fauchere F., Baysal E., Mangold M., Henze L., Lauster R., Mall M.A., Beyer K., Röhmel J., Voigt S., Schmitz J., Miltenyi S., Demuth I., Müller M.A., Hocke A., Witzenrath M., Suttorp N., Kern F., Reimer U., Wenschuh H., Drosten C., Corman V.M., Giesecke-Thiel C., Sander L.E., Thiel A. SARS-CoV-2-reactive T cells in healthy donors and patients with COVID-19. Nature, 2020, Vol. 587, no. 7833, pp. 270-274.

10. García L.F. Immune Response, Inflammation, and the Clinical Spectrum of COVID-19. Front. Immunol., 2020, Vol. 11, 1441. doi: 10.3389/fimmu.2020.01441.

11. Gupta S., Agrawal S., Sandoval A., Su H., Tran M., Demirdag Y. SARS-CoV-2-specific and functional cytotoxic CD8 cells in primary antibody deficiency: Natural infection and response to vaccine. J. Clin. Immunol., 2022, Vol. 42, no. 5, pp. 914-922.

12. Keshavarz M., Shafiee A., Nicknam M.H., Khosravani P., Yousefi A., Izad M. Immune response to the mumps virus in iranian unvaccinated young adults. Japan J. Infect. Dis., 2017, Vol. 70, no. 2, pp. 127-131.

13. Kundura L., Cezar R., André S., Campos-Mora M., Lozano C., Vincent T., Muller L., Lefrant J.Y., Roger C., Claret P.G., Duvnjak S., Loubet P., Sotto A., Tran T.A., Estaquier J., Corbeau P. Low perforin expression in CD8+ T lymphocytes during the acute phase of severe SARS-CoV-2 infection predicts long COVID. Front. Immunol., 2022, Vol. 13, 1029006. doi: 10.3389/fimmu.2022.1029006.

14. Le Bert N., Clapham H.E., Tan A.T., Chia W.N., Tham C.Y.L., Lim J.M., Kunasegaran K., Tan L.W.L., Dutertre C.A., Shankar N., Lim J.M.E., Sun L.J., Zahari M., Tun Z.M., Kumar V., Lim B.L., Lim S.H., Chia A., Tan Y.J., Tambyah P.A., Kalimuddin S., Lye D., Low J.G.H., Wang L.F., Wan W.Y., Hsu L.Y., Bertoletti A., Tam C.C. Highly functional virus-specific cellular immune response in asymptomatic SARS-CoV-2 infection. J. Exp. Med., 2021, Vol. 218, no. 5, e20202617. doi: 10.1084/jem.20202617.

15. Lind Enoksson S., Bergman P., Klingström J., Boström F., da Silva Rodrigues R., Winerdal M.E., Marits P. A flow cytometry-based proliferation assay for clinical evaluation of T-cell memory against SARS-CoV-2. J. Immunol. Methods, 2021, Vol. 499, 113159. doi: 10.1016/j.jim.2021.113159.

16. Moss P. The T cell immune response against SARS-CoV-2. Nat. Immunol., 2022, Vol. 23, no. 2, pp. 186-193.

17. Paolini A., Borella R., Neroni A., Lo Tartaro D., Mattioli M., Fidanza L., di Nella A., Santacroce E., Gozzi L., Busani S., Trenti T., Meschiari M., Guaraldi G., Girardis M., Mussini C., Gibellini L., de Biasi S., Cossarizza A. Patients recovering from severe COVID-19 develop a polyfunctional antigen-specific CD4+ T cell response. Int. J. Mol. Sci., 2022, Vol. 23, no. 14, 8004. doi: 10.3390/ijms23148004.

18. Phillips E., Adele S., Malone T., Deeks A., Stafford L., Dobson S.L., Amini A., Skelly D., Eyre D., Jeffery K., Conlon C.P., Dold C., Otter A., d’Arcangelo S., Turtle L.; PITCH Consortium, Klenerman P., Barnes E., Dunachie S.J. Comparison of two T-cell assays to evaluate T-cell responses to SARS-CoV-2 following vaccination in naïve and convalescent healthcare workers. Clin. Exp. Immunol., 2022, Vol. 209, no. 1, pp. 90-98.

19. Ranieri E., Netti G.S., Gigante M. CTL ELISPOT Assay and T Cell Detection. Methods Mol. Biol., 2021, Vol. 2325, pp. 65-67.

20. Ruan Y., Guo W., Liang S., Xu Z., Niu T. Diagnostic performance of cytomegalovirus (CMV) immune monitoring with ELISPOT and QuantiFERON-CMV assay in kidney transplantation: A PRISMA-compliant article. Medicine (Baltimore), 2019, Vol. 98, no. 16, e15228. doi: 10.1097/MD.0000000000015228.

21. Schoenborn J.R., Wilson C.B. Regulation of interferon-gamma during innate and adaptive immune responses. Adv. Immunol., 2007, Vol. 96, pp. 41-101.

22. Sekine T., Perez-Potti A., Rivera-Ballesteros O., Strålin K., Gorin J.B., Olsson A., Llewellyn-Lacey S., Kamal H., Bogdanovic G., Muschiol S., Wullimann D.J., Kammann T., Emgård J., Parrot T., Folkesson E; Karolinska COVID-19 Study Group, Rooyackers O., Eriksson L.I., Henter J.I., Sönnerborg A., Allander T., Albert J., Nielsen M., Klingström J., Gredmark-Russ S., Björkström N.K., Sandberg J.K., Price D.A., Ljunggren H.G., Aleman S., Buggert M. Robust T Cell Immunity in Convalescent Individuals with Asymptomatic or Mild COVID-19. Cell, 2020, Vol. 183, no. 1, pp.158-168.

23. Shomuradova A.S., Vagida M.S., Sheetikov S.A., Zornikova K.V., Kiryukhin D., Titov A., Peshkova Iu.O., Khmelevskaya A., Dianov D.V., Malasheva M., Shmelev A., Serdyuk Ya., Bagaev D.V., Pivnyuk A., Shcherbinin D.S., Maleeva A.V., Shakirova N.T., Pilunov A., Malko D.B., Khamaganova E.G., Biderman B., Ivanov A., Shugay M., Efimov G.A. SARS-CoV-2 Epitopes Are Recognized by a Public and Diverse Repertoire of Human T Cell Receptors. Immunity, 2020, Vol. 53, pp. 1245-1257.

24. Tarke A., Sidney J., Kidd C.K., Dan J.M., Ramirez S.I., Yu E.D., Mateus J., da Silva Antunes R., Moore E., Rubiro P., Methot N., Phillips E., Mallal S., Frazier A., Rawlings S.A., Greenbaum J.A., Peters B., Smith D.M., Crotty S., Weiskopf D., Grifoni A., Sette A. Comprehensive analysis of T cell immunodominance and immunoprevalence of SARS-CoV-2 epitopes in COVID-19 cases. Cell Rep. Med., 2021, Vol. 2, no. 2, 100204. doi: 10.1016/j.xcrm.2021.100204.

25. Titov A., Shaykhutdinova R., Shcherbakova O.V., Serdyuk Y.V., Sheetikov S.A., Zornikova K.V., Maleeva A.V., Khmelevskaya A., Dianov D.V., Shakirova N.T., Malko D.B., Shkurnikov M., Nersisyan S., Tonevitsky A., Khamaganova E., Ershov A.V., Osipova E.Y., Nikolaev R.V., Pershin D.E., Vedmedskia V.A., Maschan M., Ginanova V.R., Efimov G.A. Immunogenic epitope panel for accurate detection of non-cross-reactive T cell response to SARS-CoV-2. JCI Insight, 2022, Vol. 7, no. 9, e157699. doi: 10.1172/jci.insight.157699.

26. Villemonteix J., Cohen L., Guihot A., Guérin V., Moulin C., Caseris M., Carol A., Bonacorsi S., Carcelain G. Comparison between enzyme-linked immunospot assay and intracellular cytokine flow cytometry assays for the evaluation of T cell response to SARS-CoV-2 after symptomatic COVID-19. Immun. Inflamm. Dis., 2022, Vol. 10, no. 10, e617. doi: 10.1002/iid3.617.

27. Wherry E.J., Masopust D. Adaptive immunity: neutralizing, eliminating, and remembering for the next time. Viral pathogenesis (Third Edition), From Basics to Systems Biology, 2016, pp. 57-69.

28. Zajac A.J., Harrington L.E., Immune Response to Viruses: Cell-Mediated Immunity. Encyclopedia of Virology, Elsevier eBooks, 2008, pp. 70-77.

29. Zornikova K.V., Khmelevskaya A., Sheetikov S.A., Kiryukhin D.O., Shcherbakova O.V., Titov A., Zvyagin I.V., Efimov G.A. Clonal diversity predicts persistence of SARS-CoV-2 epitope-specific T-cell response. Commun. Biol., 2022, Vol. 5, no. 1, 1351. doi: 10.1038/s42003-022-04250-7.