Клеточный состав и цитокиновый профиль синовиальной жидкости при ревматоидном артрите

Ревматоидный артрит занимает первое место среди хронических заболеваний суставов. Часто поражая лиц трудоспособного возраста, заболевание сопровождается значительным снижением качества жизни пациентов и их ранней инвалидизацией.

Ревматоидный артрит является иммуновоспалительным ревматическим заболеванием, следовательно, иммунная система обеспечивает формирование очага первичного повреждения, его персистенцию и периодическое обострение. Выяснение характера межклеточных взаимоотношений, опосредуемых с помощью цитокинов, на различных этапах хронического воспалительного процесса необходимо для разработки иммунотерапевтических подходов как для купирования обострения, так и поддержания ремиссии.

Цель исследования – оценить клеточный состав и цитокиновый профиль синовиальной жидкости у пациентов с ревматоидным артритом в стадии обострения и ремиссии.

В образцах синовиальной жидкости 60 больных ревматоидным артритом, 30 из которых находились в стадии обострения и 30 в стадии ремиссии, исследовали клеточный состав и цитокиновый профиль. В стадии обострения находились 21 женщина и 9 мужчин, их средний возраст составил 57,0±15,4 года, с длительностью болезни 8,55±6,9 года. Средний возраст 19 женщин и 11 мужчин, находившихся в стадии ремиссии, составил 53,5±10,9 года, длительность болезни 6,9±5,8 года.

Фенотипирование лейкоцитов осуществляли на проточном цитофлуориметре CytoFLEX (Beckman Coulter, США). Содержание цитокинов определяли иммуноферментным методом с использованием стандартного набора реактивов ООО «Протеиновый контур» (Россия). Регистрацию результатов проводили на фотометре Multiskan (Labsystems, Финляндия).

Во время обострения содержание лейкоцитов в синовиальной жидкости увеличилось в 2,4 раза по сравнению с ремиссией. Клеточный инфильтрат был представлен нейтрофилами, при этом содержание лимфоцитов и моноцитов не изменилось. Усиленная миграция нейтрофилов сопровождалась возрастанием уровней TNFα в 8 раз, по сравнению с ремиссией, и IL-1β – в 6,3 раза. Абсолютное количество CD3⁺Т-лимфоцитов, CD16⁺CD56⁺В-клеток и CD3^-CD19⁺NK при обострении было таким же, как и в ремиссии, однако при этом изменялась численность субпопуляций Т-лимфоцитов: число CD4⁺ лимфоцитов уменьшалась, а CD8⁺ возрастало, а также достоверно увеличивалось количество Treg-лимфоцитов и NKT-клеток. Увеличением в 4,3 раза концентрации IL-4 во время обострения свидетельствовало о преобладании Th2-иммунного ответа. Во время ремиссии в синовиальной жидкости в 1,5 раза возрастала концентрация IL-6 и в 2,5 раза IFNγ, что характерно для активации Th1-ответа.

1. Альшевская А.А., Лопатникова Ю.А., Шкаруба Н.С. Экспрессия мембраносвязанных рецепторов к TNFα на моноцитах при атопическом дерматите и ревматоидном артрите // Цитокины и воспаление, 2015. Т. 14, № 1. С. 18-23.

2. Занин С.А., Онищук В.В., Каде А.Х., Кадомцев Д.В., Пасечникова Е.А. цитокиновый шторм» в патогенезе ревматоидного артрита и деформирующего остеоартроза крупных суставов // Современные проблемы науки и образования, 2017. № 3. [Электронный ресурс]. Режим доступа: https://science-education.ru/ru/article/view?id=26398.

3. Новиков А.А., Александрова Е.Н., Диатроптова M.A., Насонов Е.Л. Роль цитокинов в патогенезе ревматоидного артрита // Научно-практическая ревматология, 2010. Т. 48, № 2. С. 71-82.

4. Саидов М.З. Патогенетическое значение клеточного инфильтрата при иммуновоспалительных ревматических заболеваниях // Медицинская иммунология, 2021. Т. 23, № 6. С. 1239-1270. doi: 10.15789/1563-0625-PVO-2386.

5. Alunno A., Carubbi F., Giacomelli R., Gerli R. Cytokines in the pathogenesis of rheumatoid arthritis: new players and therapeutic targets. BMC Rheumatol., 2017, Vol. 1, 3. doi: 10.1186/s41927-017-0001-8.

6. Brennan F., McInnes I. Evidence that cytokines play a role in rheumatoid arthritis. J. Clin. Invest., 2008, Vol. 118, no. 11, pp. 3537-3545.

7. Carvalheiro H., da Silva J.A., Souto-Carneiro M.M. Potential roles for CD8(+) T cells in rheumatoid arthritis. Autoimmun. Rev., 2013, Vol. 12, no. 3, pp. 401-409.

8. Catrina A.I., Svensson C., Malmström V., Schett G., Klareskog L. Mechanisms leading from systemic autoimmunity to joint-specific disease in rheumatoid arthritis. Nat. Rev. Rheumatol., 2017, Vol. 13, no. 2, pp. 79-86.

9. Chakravarti A., Raquil M.A., Tessier P., Poubelle P.E. Surface RANKL of Toll-like receptor 4-stimulated human neutrophils activates osteoclastic bone resorption. Blood, 2009, Vol. 114, no. 8, pp. 1633-1644.

10. Cho M.L., Yoon C.H., Hwang S.Y., Park M.K., Min S.Y., Lee S.H., Park S.H., Kim H.Y. Effector function of type II collagen-stimulated T cells from rheumatoid arthritis patients: Cross-talk between T cells and synovial fibroblasts. Arthritis Rheum., 2004, Vol. 50, no. 3, pp. 776-784.

11. Cross A., Bucknall R.C., Cassatella M.A., Edwards S.W., Moots R.J. Synovial fluid neutrophils transcribe and express class II major histocompatibility complex molecules in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2003, Vol. 48, no. 10, pp. 2796-2806.

12. den Broeder A.A., Wanten G.J.A., Oyen W.J.G. Neutrophil migration and production of reactive oxygen species during treatment with a fully human anti-tumor necrosis factor-alpha monoclonal antibody in patients with rheumatoid arthritis. J. Rheumatol., 2003, Vol. 30, pp. 232-237.

13. Humby F., Bombardieri M., Manzo A., Kelly S., Blades M.C., Kirkham B., Spencer J., Pitzalis C. Ectopic lymphoid structures support ongoing production of class-switched autoantibodies in rheumatoid synovium. PLoS Med., 2009, Vol. 6, no. 1, e1. doi: 10.1371/journal.pmed.0060001.

14. Hussein M.R., Fathi N.A., el-Din A.M., Hassan H.I., Abdullah F., al-Hakeem E., Backer E.A. Alterations of the CD4(+), CD8 (+) T cell subsets, interleukins-1beta, IL-10, IL-17, tumor necrosis factor-alpha and soluble intercellular adhesion molecule-1 in rheumatoid arthritis and osteoarthritis: preliminary observations. Pathol. Oncol., 2008, Vol. 14, no. 3, pp. 321-328.

15. Kotake S., Udagawa N., Hakoda M., Mogi M., Yano K., Tsuda E., Takahashi K., Furuya T., Ishiyama S., Kim K.J., Saito S., Nishikawa T., Takahashi N., Togari A., Tomatsu T., Suda T., Kamatani N. Activated human T cells directly induce osteoclastogenesis from human monocytes: Possible role of T cells in bone destruction in rheumatoid arthritis patients. Arthritis Rheum., 2001, Vol. 44, no. 5, pp. 1003-1012.

16. Lupia E., Montrucchio G., Battaglia E., Modena V., Camussi G. Role of tumor necrosis factor-α and platelet-activating factor in neoangiogenesis induced by synovial fluids of patients with rheumatoid arthritis. Eur. J. Immunol., 1996, Vol. 26, no. 8, pp. 1690-1694.

17. Mantovani A., Cassatella M., Costantini C., Jaillon S. Neutrophils in the activation and regulation of innate and adaptive immunity (in Eng). Nat. Rev. Immunol., 2011, Vol. 11, no. 8, pp. 519-531.

18. McInnes I., Schett G. Cytokines in the pathogenesis of rheumatoid arthritis. Nat. Rev. Immunol., 2007, Vol. 7, no. 6, pp. 429-442.

19. McInnes I.B., Leung B.P., Sturrock R.D., Field M., Liew F.Y. Interleukin-15 mediates T cell-dependent regulation of tumor necrosis factor-alpha production in rheumatoid arthritis. Nat. Med., 1997, Vol. 3, no. 2, pp. 189-195.

20. Möttönen M., Heikkinen J., Mustonen L., Isomäki P., Luukkainen R., Lassila O. CD4+ CD25 + T cells with the phenotypic and functional characteristics of regulatory T cells are enriched in the synovial fluid of patients with rheumatoid arthritis. Clin. Exp. Immunol., 2005, Vol. 140, iss. 2, pp. 360-367.

21. Nauseef W.M., Borregaard N. Neutrophils at work. Nat. Immunol., 2014, Vol. 15, no. 7, pp. 602-611.

22. Raza K., Falciani F., Curnow J., Ross E.J., Lee C.Y., Akbar A.N., Lord J.M., Gordon C., Buckley C.D., Salmon M. Early rheumatoid arthritis is characterized by a distinct and transient synovial fluid cytokine profile of T cell and stromal cell origin. Arthr. Res. Ther., 2005, Vol. 7, no. 4, pp. 784-795.

23. Rezzonico R., Burger D., Dayer J.M. Direct contact between T lymphocytes and human dermal fibroblasts or synoviocytes down-regulates types I and III collagen production via cell-associated cytokines. J. Biol. Chem., 1998, Vol. 273, no. 30, pp. 18720-18728.

24. Tanaka S. Emerging anti-osteoclast therapy for rheumatoid arthritis. J. Orthop. Sci., 2018, Vol. 23, no. 5, pp. 717-721.

25. Veale D.J., Orr C., Fearon U. Cellular and molecular perspectives in rheumatoid arthritis. Semin. Immunopathol., 2017, Vol. 39, no. 4, pp. 343-354.

26. Vono M., Lin A., Norrby-Teglund A., Koup R.A., Liang F., Loré K. Neutrophils acquire the capacity for antigen presentation to memory CD4 + T cells in vitro and ex vivo. Blood, 2017, Vol. 129, no. 14, pp. 1991-2001.

27. Wright H.L., Cross A.L., Edwards S.W., Moots R.J. Effects of IL-6 and IL-6 blockade on neutrophil function in vitro and in vivo. Rheumatology, 2014, Vol. 53, no. 7, pp. 1321-1331.