M-CSF и GM-CSF детерминируют фибромодулирующую активность поляризованных макрофагов человека

Колониестимулирующие факторы, GM-CSF и M-CSF, вызывают различные фенотипические изменения в популяциях линии макрофагов, способствуя дифференцировке клеток в М1- и М2-подобные макрофаги соответственно. Про- и противовоспалительные свойства макрофагов, генерируемых под влиянием данных колониестимулирующих факторов, хорошо описаны в литературе, однако вклад дифференцировочных и поляризующих сигналов в фибромодулирующую активность макрофагов остается неизученным. Для выяснения различий в регуляторных механизмах, контролирующих фиброгенез, которые присущи различно активированным макрофагам, нами было проведено исследование влияния кондиционных сред макрофагов на пролиферацию и дифференцировку фибробластов дермы. В работе были исследованы макрофаги человека, генерированные из моноцитов периферической крови, которые дифференцировали M-CSF или GM-CSF и далее поляризовали в М1-направлении липополисахаридом и в М2-направлении IL-4 или дексаметазоном. Пролиферативный ответ фибробластов определяли радиометрически по включению [3H]-тимидина. Дифференцировку в миофибробласты определяли по экспрессии специфического маркера α-гладкомышечного актина (α-SMA) с помощью проточной цитометрии. Уровень продукции TGF-β1 макрофагами оценивали с помощью соответствующего ELISA kit. Полученные результаты свидетельствуют о том, что макрофаги, дифференцированные под влиянием «гомеостатического» M-CSF, характеризуются умеренным стимулирующим влиянием на пролиферацию фибробластов, причем эффекты М2 (IL-4) и М2 (Dex) макрофагов превышают эффекты М1 (LPS), при этом не различаются значимо между собой. M-CSF-индуцированные М1 (LPS) и М2 (IL-4) макрофаги, но не М2 (Dex), также усиливают дифференцировку фибробластов, демонстрируя схожий уровень стимуляции. В отличие от M-CSF, макрофаги, индуцированные «провоспалительным» GM-CSF, оказывают выраженный стимулирующий эффект на пролиферацию фибробластов, причем эффекты М2-макрофагов превышают таковые М1-клеток и наиболее ярко выражены у М2 (Dex). В то же время способность усиливать дифференцировку фибробластов проявляют только GM-CSF-индуцированные макрофаги с М2 (IL-4) фенотипом. Поляризованные дексаметазоном макрофаги – вне зависимости от используемого CSF (M-CSF или GM-CSF) – не влияют значимо на дифференцировку фибробластов. Содержание TGF-β1 в супернатантах различно активированных макрофагов не коррелирует с уровнем стимулирующего влияния кондиционных сред макрофагов на дифференцировку фибробластов. В целом, полученные данные свидетельствуют о вовлечении дифференцировочных и поляризующих сигналов в модуляцию про- и антифиброгенных свойств макрофагов.

1. Adhyatmika A., Putri K.S.., Beljaars L., Melgert B.N. The elusive antifibrotic macrophage. Front. Med. (Lausanne), 2015, Vol. 2, 81. doi: 10.3389/fmed.2015.00081.

2. Baranyi U., Winter B., Gugerell A., Hegedus B., Brostjan C., Laufer G., Messner B. Primary human fibroblasts in culture switch to a myofibroblast-like phenotype independently of TGF Beta. Cells, 2019, Vol. 8, no. 7, 721. doi: 10.3390/cells8070721.

3. Beyer M., Mallmann M.R., Xue J., Staratschek-Jox A., Vorholt D., Krebs W., Sommer D., Sander J., Mertens C., Nino-Castro A., Schmidt S.V., Schultze J.L. High-resolution transcriptome of human macrophages. PLoS One, 2012, Vol. 7, no. 9, e45466. doi: 10.1371/journal.pone.0045466.

4. Bogunovic M., Ginhoux F., Helft J., Shang L., Hashimoto D., Greter M., Liu K., Jakubzick C., Ingersoll M.A., Leboeuf M., Stanley R., Nussenzweig M., Lira S.A., Randolph G.J., Merad M. Origin of the lamina propria dendritic cell network. Immunity, 2009, Vol. 31, no. 3, pp. 513-525.

5. Borthwick L.A., Wynn T.A., Fisher A.J. Cytokine mediated tissue fibrosis. Biochim. Biophys. Acta, 2013, Vol. 1832, no. 7, pp. 1049-1060.

6. Duan J., Liu, X., Wang, H., Guo, S. W. The M2a macrophage subset may be critically involved in the fibrogenesis of endometriosis in mice. Reprod. Biomed. Online, 2018, Vol. 37, no. 3, pp. 254-268.

7. Fleetwood A.J., Dinh H., Cook A.D., Hertzog P.J., Hamilton J.A. GM-CSF- and M-CSF-dependent macrophage phenotypes display differential dependence on type I interferon signaling. J. Leukoc. Biol., 2009, Vol. 86, no. 2, pp. 411-421.

8. Gindele J.A., Mang S., Pairet N., Christ I., Gantner F. Schymeinsky J., Lamb D.J. Opposing effects of in vitro differentiated macrophages sub-type on epithelial wound healing. PLoS One, 2017, Vol. 12, no. 9, e0184386. doi: 10.1371/journal.pone.0184386.

9. Glim J.E., Niessen F.B., Everts V., van Egmond M., Beelen R.H. Platelet derived growth factor-CC secreted by M2 macrophages induces alpha-smooth muscle actin expression by dermal and gingival fibroblasts. Immunobiology, 2013, Vol. 218, no. 6, pp. 924-929.

10. Hamilton J.A. Colony-stimulating factors in inflammation and autoimmunity. Nat. Rev. Immunol., 2008, no. 8, pp. 533-544.

11. Hamilton J.A., Anderson G.P. GM-CSF Biology. Growth Factors, 2004, Vol. 22, no. 4, pp. 225-231.

12. Jaguin M., Houlbert N., Fardel O., Lecureur V. Polarization profiles of human M-CSF-generated macrophages and comparison of M1-markers in classically activated macrophages from GM-CSF and M-CSF origin. Cell Immunol., 2013, Vol.281, no. 1, pp. 51-61.

13. Luzina I.G., Meng X.M., Nikolic-Paterson D.J., Lan H.Y. TGF-β: the master regulator of fibrosis. Nat. Rev. Nephrol., 2016, Vol. 12, no. 6, pp. 325-338.

14. Mescher AL. Macrophages and fibroblasts during inflammation and tissue repair in models of organ regeneration. Regeneration (Oxf.), 2017, Vol. 4, no. 2, pp. 39-53.

15. Orecchioni M., Ghosheh Y., Pramod A.B., Ley K. Macrophage Polarization: Different Gene Signatures in M1 (LPS+) vs. Classically and M2 (LPS-) vs. Alternatively Activated Macrophages. Front. Immunol., 2019, no. 10, 1084. doi: 10.3389/fimmu.2019.01084.

16. Ploeger D.T., Hosper N.A., Schipper M., Koerts J.A., de Rond S., Bank R.A. Cell plasticity in wound healing: paracrine factors of M1/ M2 polarized macrophages influence the phenotypical state of dermal fibroblasts. Cell Commun. Signal., 2013, Vol. 11, no. 1, 29. doi: 10.1186/1478-811X-11-29.

17. Shi Y., Liu C.H., Roberts A.I., Das J., Xu G., Ren G., Zhang Y., Zhang L., Yuan Z.R., Tan H.S., Das G., Devadas S. Granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) and T-cell responses: what we do and don’t know. Cell Res., 2006, Vol. 16, no. 2, pp. 126-133.

18. Shibata Y., Berclaz P.Y., Chroneos Z.C., Yoshida M., Whitsett J.A., Trapnell B.C. GM-CSF regulates alveolar macrophage differentiation and innate immunity in the lung through PU.1. Immunity, 2001, Vol. 15, no. 4, pp. 557-567.

19. Shiomi A., Usui T. Pivotal roles of GM-CSF in autoimmunity and inflammation. Mediators Inflamm., 2015, Vol. 2015, 568543. doi: 10.1155/2015/568543.

20. Shiratori H., Feinweber C., Luckhardt S., Linke B., Resch E., Geisslinger G., Weigert A., Parnham M.J. THP- 1 and human peripheral blood mononuclear cell-derived macrophages differ in their capacity to polarize in vitro. Mol. Immunol., 2017, Vol. 88, pp. 58-68.

21. Sierra-Filardi E., Nieto C., Domínguez-Soto A., Barroso R., Sánchez-Mateos P., Puig-Kroger A., López-Bravo M., Joven J., Ardavín C., Rodríguez-Fernández J.L., Sánchez-Torres C., Mellado M., Corbí A.L. CCL2 shapes macrophage polarization by GM-CSF and M-CSF: identification of CCL2/CCR2-dependent gene expression profile. J. Immunol., 2014, Vol. 192, no. 8, pp. 3858-3867.

22. Song E. Ouyang N., Hörbelt M., Antus B., Wang M., Exton M.S. Influence of alternatively and classically activated macrophages on fibrogenic activities of human fibroblasts. Cell. Immunol., 2000, Vol. 204, no. 1, pp. 19-28.

23. Spiller K.L., Wrona E.A., Romero-Torres S., Pallotta I., Graney P.L., Witherel C.E., Panicker L.M., Feldman R.A., Urbanska A.M., Santambrogio L., Vunjak-Novakovic G., Freytes D.O. Differential gene expression in human, murine, and cell line-derived macrophages upon polarization. Exp. Cell Res., 2016, Vol. 347, no. 1, pp. 1-13.

24. Tang L., Zhang H., Wang C., Li H., Zhang Q., Bai J. M2A and M2C macrophage subsets ameliorate inflammation and fibroproliferation in acute lung injury through interleukin 10 pathway. Shock, 2017, Vol. 48, no. 1, pp. 119-129.

25. Tarique A.A., Logan J., Thomas E., Holt P.G., Sly P.D., Fantino E. Phenotypic, functional, and plasticity features of classical and alternatively activated human macrophages. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol., 2015, Vol. 53, no. 5, pp. 676-688.

26. Tedesco S., de Majo F., Kim J., Trenti A., Trevisi L., Fadini G.P., Bolego C., Zandstra P.W., Cignarella A., Vitiello L. Convenience versus biological significance: Are PMA-Differentiated THP-1 cells a reliable substitute for blood-derived macrophages when studying in vitro polarization? Front. Pharmacol., 2018, Vol. 9, 71. doi: 10.3389/fphar.2018.00071.

27. Ushach I., Zlotnik A. Biological role of granulocyte macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) and macrophage colony-stimulating factor (M-CSF) on cells of the myeloid lineage. J. Leukoc. Biol., 2016, Vol. 100, no. 3, pp. 481-489.

28. Verreck F.A., de Boer T., Langenberg D.M., van der Zanden L., Ottenhoff T.H. Phenotypic and functional profiling of human proinflammatory type-1 and anti-inflammatory type-2 macrophages in response to microbial antigens and IFN-gamma- and CD40L-mediated costimulation. J. Leukoc. Biol., 2006, Vol. 79, no. 2, pp. 285-293.

29. Vogel D.Y., Glim J.E., Stavenuiter A.W., Breur M., Heijnen P., Amor S., Dijkstra C.D., Beelen R.H. Human macrophage polarization in vitro: maturation and activation methods compared. Immunobiology, 2014, Vol. 219, no. 9, pp. 695-703.

30. Wicks I.P., Roberts A.W. Targeting GM-CSF in inflammatory diseases. Nat. Rev. Rheumatol., 2016, Vol. 12, no. 1, pp. 37-48.

31. Wynn T., Barron L. Macrophages: master regulators of inflammation and fibrosis. Semin. Liver. Dis., 2010, Vol. 30, no. 3, pp. 245-257.

32. Xu X., Gu S., Huang X., Ren J., Gu Y., Wei C., Lian X., Li H., Gao Y., Jin R., Gu B., Zan T., Wang Z. The role of macrophages in the formation of hypertrophic scars and keloids. Burns Trauma, 2020, Vol. 8, tkaa006. doi: 10.1093/burnst/tkaa006.

33. Yankovskaya A.A., Shevela E.Y., Sakhno L.V., Tikhonova M.A., Dome A.S., Ostanin A.A., Chernykh E.R. Allostimulatory activity as a criterion of the functional phenotype of human macrophages. Hum. Immunol., 2019, Vol. 80, no. 10, pp. 890-896.

34. Zizzo G., Hilliard B.A., Monestier M., Cohen P.L. Efficient clearance of early apoptotic cells by human macrophages requires M2c polarization and MerTK induction. J. Immunol., 2012, Vol. 189., no. 7, pp. 3508-3520.