Микровезикулы лейкоцитарного происхождения в периферической крови пациенток с наружным генитальным эндометриозом

Эндометриоз – хроническое гинекологическое заболевание, которое является серьезной проблемой с точки зрения диагностики и лечения. Несмотря на десятилетия исследований, нет ни специфических признаков и симптомов, ни анализов крови для клинического подтверждения диагноза, что затрудняет своевременную диагностику и лечение. Поэтому по-прежнему остается актуальным поиск новых маркеров для ранней неинвазивной диагностики заболевания. Перспективными биологическими маркерами наружного генитального эндометриоза можно считать различные субклеточные структуры, участвующие в межклеточных коммуникациях, в частности, микровезикулы. В связи с этим, целью исследования явилась оценка состава микровезикул лейкоцитарного происхождения в периферической крови пациенток с наружным генитальным эндометриозом I-II степени и возможность их использования в качестве маркеров неинвазивной диагностики перитонеальных форм эндометриоза. В исследование вошли 97 женщин с наружным генитальным эндометриозом I-II степени в возрасте от 26 до 40 лет, диагноз у которых был установлен интраоперационно и подтвержден гистологически. У всех пациенток основной группы отмечен болевой синдром, а также у 73,2% больных выявлено бесплодие. Контрольную группу составили 20 пациенток, средний возраст которых составил 25,5±1,1 лет, обследовавшихся в связи с мужским фактором бесплодия перед проведением процедуры экстракорпорального оплодотворения, у которых на основании проведенного интраоперационного обследования не было найдено гинекологических заболеваний, а также отсутствовал болевой синдром. Перед проведением оперативного вмешательства у всех пациенток осуществлялся забор периферической крови для определения содержания микровезикул лейкоцитарного происхождения. Для выделения микровезикул использовали ранее описанный Gelderman M. и Semak J. метод. Было установлено, что для пациенток с наружным генитальным эндометриозом I-II степени характерно увеличение в периферической крови количества микровезикул с фенотипом СD14⁺, СD16⁺ и СD54⁺CD14⁺ в 1,1, 1,38 и 1,55 раза соответственно, а также снижение содержания микровезикул с фенотипом CD45⁺CD4⁺, CD3⁺CD4⁺, CD3⁺CD8⁺ в 1,2, 4 и 1,5 раза соответственно, по сравнению с женщинами из группы контроля. Таким образом, у пациенток с наружным генитальным эндометриозом I-II степени повышение в периферической крови относительного количества микровезикул с фенотипом СD54⁺CD14⁺ выше 5,22% может служить маркером для ранней неинвазивной диагностики заболевания с чувствительностью 80,5% и специфичностью 71%.

1. Abels E.R., Breakefield X.O. Introduction to Extracellular Vesicles: Biogenesis, RNA Cargo Selection, Content, Release, and Uptake. Cell. Mol. Neurobiol., 2016, Vol. 36, no. 3, pp. 301-312.

2. Agarwal S.K., Chapron C., Giudice L.C., Laufer M.R., Leyland N., Missmer S.A., Singh S.S., Taylor H.S. Clinical diagnosis of endometriosis: a call to action. Am. J. Obstet. Gynecol., 2019, Vol. 220, no. 4, pp. 354 e1-354 e12.

3. Ahn S.H., Singh V., Tayade C. Biomarkers in endometriosis: challenges and opportunities. Fertil. Steril., 2017, Vol. 107, no. 3, pp. 523-532.

4. Akoum A., Kong J., Metz C., Beaumont M.C. Spontaneous and stimulated secretion of monocyte chemotactic protein-1 and macrophage migration inhibitory factor by peritoneal macrophages in women with and without endometriosis. Fertil. Steril., 2002, Vol. 77, no. 5, pp. 989-994.

5. Antonyak M.A., Cerione R.A. Microvesicles as mediators of intercellular communication in cancer. Methods Mol. Biol., 2014, Vol. 1165, no, pp. 147-173.

6. Caza T., Landas S. Functional and phenotypic plasticity of CD4(+) T Cell subsets. Biomed Res. Int., 2015, Vol. 2015, 521957. doi: 10.1155/2015/521957.

7. D’Souza-Schorey C., Clancy J.W. Tumor-derived microvesicles: shedding light on novel microenvironment modulators and prospective cancer biomarkers. Genes Dev., 2012, Vol. 26, no. 12, pp. 1287-1299.

8. de Barros I.B.L., Malvezzi H., Gueuvoghlanian-Silva B.Y., Piccinato C.A., Rizzo L.V., Podgaec S. What do we know about regulatory T cells and endometriosis? A systematic review. J. Reprod. Immunol., 2017, Vol. 120, pp. 48-55.

9. Eksioglu-Demiralp E., Direskeneli H., Kibaroglu A., Yavuz S., Ergun T., Akoglu T. Neutrophil activation in Behcet’s disease. Clin. Exp. Rheumatol., 2001, Vol. 19, no. 5, Suppl. 24, pp. S19-S24.

10. Fassbender A., Burney R.O., O D.F., D’Hooghe T., Giudice L. Update on biomarkers for the detection of endometriosis. Biomed Res. Int., 2015, Vol. 2015, 130854. doi: 10.1155/2015/130854.

11. Friedrich K., Sommer M., Strobel S., Thrum S., Bluher M., Wagner U., Rossol M. Perturbation of the monocyte compartment in human obesity. Front. Immunol., 2019, Vol. 10, 1874. doi: 10.3389/fimmu.2019.01874.

12. Fukui A., Mai C., Saeki S., Yamamoto M., Takeyama R., Kato T., Ukita Y., Wakimoto Y., Yamaya A., Shibahara H. Pelvic endometriosis and natural killer cell immunity. Am. J. Reprod. Immunol., 2021, Vol. 85, no. 4, e13342. doi: 10.1111/aji.13342.

13. Gelderman M.P., Simak J. Flow cytometric analysis of cell membrane microparticles. Methods Mol. Biol., 2008, Vol. 484, pp. 79-93.

14. Giuliani E., Parkin K.L., Lessey B.A., Young S.L., Fazleabas A.T. Characterization of uterine NK cells in women with infertility or recurrent pregnancy loss and associated endometriosis. Am. J. Reprod. Immunol., 2014, Vol. 72, no. 3, pp. 262-269.

15. Hara S., Yokote T., Akioka T., Miyoshi T., Ikemoto T., Tanaka H., Takubo T., Tsuji M., Hanafusa T. Flow cytometric immunophenotyping of peripheral T cell neoplasms using CD3 gating. Acta Haematol., 2009, Vol. 121, no. 1, pp. 11-18.

16. Haziot A., Tsuberi B.Z., Goyert S.M. Neutrophil CD14: biochemical properties and role in the secretion of tumor necrosis factor-alpha in response to lipopolysaccharide. J. Immunol., 1993, Vol. 150, no. 12, pp. 5556-5565.

17. Heimbeck I., Hofer T.P., Eder C., Wright A.K., Frankenberger M., Marei A., Boghdadi G., Scherberich J., Ziegler-Heitbrock L. Standardized single-platform assay for human monocyte subpopulations: Lower CD14+CD16++ monocytes in females. Cytometry A, 2010, Vol. 77, no. 9, pp. 823-830.

18. Hillel A.T., Ding D., Samad I., Murphy M.K., Motz K. T-Helper 2 Lymphocyte immunophenotype is associated with iatrogenic laryngotracheal stenosis. Laryngoscope, 2019, Vol. 129, no. 1, pp. 177-186.

19. Hussein M.N.A., Boing A.N., Sturk A., Hau C.M., Nieuwland R. Inhibition of microparticle release triggers endothelial cell apoptosis and detachment. Thromb. Haemost., 2007, Vol. 98, no. 5, pp. 1096-1107.

20. Irungu S., Mavrelos D., Worthington J., Blyuss O., Saridogan E., Timms J.F. Discovery of non-invasive biomarkers for the diagnosis of endometriosis. Clin. Proteomics, 2019, Vol. 16, 14. doi: 10.1186/s12014-019-9235-3.

21. Jakel C.E., Schmidt-Wolf I.G. An update on new adoptive immunotherapy strategies for solid tumors with cytokine-induced killer cells. Expert Opin. Biol. Ther., 2014, Vol. 14, no. 7, pp. 905-916.

22. Khan K.N., Yamamoto K., Fujishita A., Muto H., Koshiba A., Kuroboshi H., Saito S., Teramukai S., Nakashima M., Kitawaki J. Differential levels of regulatory t cells and t-helper-17 cells in women with early and advanced endometriosis. J. Clin. Endocrinol. Metab., 2019, Vol. 104, no. 10, pp. 4715-4729.

23. Kunnathully V., Gomez-Lira M., Bassi G., Poli F., Zoratti E., La Verde V., Idolazzi L., Gatti D., Viapiana O., Adami S., Rossini M. CD14(++) CD16(-) monocytes are the main source of 11beta-HSD type 1 after IL-4 stimulation. Int. Immunopharmacol., 2017, Vol. 43, pp. 156-163.

24. Lee T.H., D’Asti E., Magnus N., Al-Nedawi K., Meehan B., Rak J. Microvesicles as mediators of intercellular communication in cancer – the emerging science of cellular ‘debris’. Semin. Immunopathol., 2011, Vol. 33, no. 5, pp. 455-467.

25. Li Y.N., Zhou L.X., Fang B., Mao K.J., Wen W.B., Yu T.O., Zou Y.C., Li W.Y., Li C. Human leucocyte antigenDR expression on CD(14)(+) monocytes and its relationships with multiple organ dysfunction syndrome in severe sepsis. Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao, 2009, Vol. 29, no. 7, pp. 1372-1374.

26. Ma M., Yin X., Zhao X., Guo C., Zhu X., Liu T., Yang M., Zhang Z., Fu Y., Liu J., Xu J., Ding H., Han X., Chu Z., Shang H., Jiang Y. CD56(-) CD16(+) NK cells from HIV-infected individuals negatively regulate IFNgamma production by autologous CD8(+) T cells. J. Leukoc. Biol., 2019, Vol. 106, no. 6, pp. 1313-1323.

27. Mause S.F., Weber C. Microparticles: protagonists of a novel communication network for intercellular information exchange. Circ. Res., 2010, Vol. 107, no. 9, pp. 1047-1057.

28. Monsanto S.P., Edwards A.K., Zhou J., Nagarkatti P., Nagarkatti M., Young S.L., Lessey B.A., Tayade C. Surgical removal of endometriotic lesions alters local and systemic proinflammatory cytokines in endometriosis patients. Fertil. Steril., 2016, Vol. 105, no. 4, pp. 968-977 e5.

29. Munros J., Martinez-Zamora M.A., Tassies D., Coloma J.L., Torrente M.A., Reverter J.C., Carmona F., Balasch J. Total circulating microparticle levels are increased in patients with deep infiltrating endometriosis. Hum. Reprod., 2017, Vol. 32, no. 2, pp. 325-331.

30. Munros J., Martinez-Zamora M.A., Tassies D., Reverter J.C., Rius M., Gracia M., Ros C., Carmona F. Total circulating microparticle levels after laparoscopic surgical treatment for endometrioma: a pilot, prospective, randomized study comparing stripping with CO2 laser vaporization. J. Minim. Invasive Gynecol., 2019, Vol. 26, no. 3, pp. 450-455.

31. Nnoaham K.E., Hummelshoj L., Webster P., d’Hooghe T., de Cicco Nardone F., de Cicco Nardone C., Jenkinson C., Kennedy S.H., Zondervan K.T., World Endometriosis Research Foundation Global Study of Women’s Health consortium. Impact of endometriosis on quality of life and work productivity: a multicenter study across ten countries. Fertil. Steril., 2011, Vol. 96, no. 2, pp. 366-373 e8.

32. Osuga Y., Koga K., Hirota Y., Hirata T., Yoshino O., Taketani Y. Lymphocytes in endometriosis. Am. J. Reprod. Immunol., 2011, Vol. 65, no. 1, pp. 1-10.

33. Rajamanickam A., Munisankar S., Dolla C., Menon P.A., Nutman T.B., Babu S. Helminth coinfection alters monocyte activation, polarization, and function in latent mycobacterium tuberculosis infection. J. Immunol., 2020, Vol. 204, no. 5, pp. 1274-1286.

34. Rheinlander A., Schraven B., Bommhardt U. CD45 in human physiology and clinical medicine. Immunol. Lett., 2018, Vol. 196, pp. 22-32.

35. Riccio L., Santulli P., Marcellin L., Abrao M.S., Batteux F., Chapron C. Immunology of endometriosis. Best Pract. Res. Clin. Obstet. Gynaecol., 2018, Vol. 50, pp. 39-49.

36. Roy-Chowdhury E., Brauns N., Helmke A., Nordlohne J., Brasen J.H., Schmitz J., Volkmann J., Fleig S.V., Kusche-Vihrog K., Haller H., von Vietinghoff S. Human CD16+ monocytes promote a pro-atherosclerotic endothelial cell phenotype via CX3CR1-CX3CL1 interaction. Cardiovasc. Res., 2021, Vol. 117, no. 6, pp. 1510-1522.

37. Sciezynska A., Komorowski M., Soszynska M., Malejczyk J. NK Cells as potential targets for immunotherapy in endometriosis. J. Clin. Med., 2019, Vol. 8, no. 9, 1468. doi: 10.3390/jcm8091468.

38. Suades R., Padro T., Alonso R., Lopez-Miranda J., Mata P., Badimon L. Circulating CD45+/CD3+ lymphocytederived microparticles map lipid-rich atherosclerotic plaques in familial hypercholesterolaemia patients. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 111, no. 1, pp. 111-121.

39. Sun R., Fan J., Wei H., Zhang C., Tian Z. Use of interleukin-15 for preparation of adherent NK cells from human peripheral blood: comparison with interleukin-2. J. Immunol. Methods, 2003, Vol. 279, no. 1-2, pp. 79-90.

40. Symons L.K., Miller J.E., Kay V.R., Marks R.M., Liblik K., Koti M., Tayade C. The immunopathophysiology of endometriosis. Trends Mol. Med., 2018, Vol. 24, no. 9, pp. 748-762.

41. Szyllo K., Tchorzewski H., Banasik M., Glowacka E., Lewkowicz P., Kamer-Bartosinska A. The involvement of T lymphocytes in the pathogenesis of endometriotic tissues overgrowth in women with endometriosis. Mediators Inflamm., 2003, Vol. 12, no. 3, pp. 131-138.

42. Taniuchi I. CD4 Helper and CD8 cytotoxic t cell differentiation. Annu. Rev. Immunol., 2018, Vol. 36, pp. 579-601.

43. Tohma S., Ramberg J.E., Lipsky P.E. Expression and distribution of CD11a/CD18 and CD54 during human T cell-B cell interactions. J. Leukoc. Biol., 1992, Vol. 52, no. 1, pp. 97-103.

44. van Acker H.H., Capsomidis A., Smits E.L., van Tendeloo V.F. CD56 in the immune system: more than a marker for cytotoxicity? Front. Immunol., 2017, Vol. 8, 892. doi: 10.3389/fimmu.2017.00892.

45. Wang X.Q., Hu M., Chen J.M., Sun W., Zhu M.B. Effects of gene polymorphism and serum levels of IL-2 and IL-6 on endometriosis. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci., 2020, Vol. 24, no. 9, pp. 4635-4641.

46. Wright H.L., Moots R.J., Bucknall R.C., Edwards S.W. Neutrophil function in inflammation and inflammatory diseases. Rheumatology (Oxford), 2010, Vol. 49, no. 9, pp. 1618-1631.

47. Wu J., Gong R.L., Hu Q.F., Chen X.T., Zhao W., Chen T.X. Immunoregulatory effect of human betadefensin 1 on neonatal cord blood monocyte-derived dendritic cells and T cells. Mol. Immunol., 2019, Vol. 109, no, pp. 99-107.

48. Xu X., Chong A.S. Cross-linking of CD45 on NK cells stimulates p56lck-mediated tyrosine phosphorylation and IFN-gamma production. J. Immunol., 1995, Vol. 155, no. 11, pp. 5241-5248.

49. Zdolsek H.A., Ernerudh J., Holt P.G., Nilsson J., Bjorksten B. Expression of the T-cell markers CD3, CD4 and CD8 in healthy and atopic children during the first 18 months of life. Int. Arch. Allergy Immunol., 1999, Vol. 119, no. 1, pp. 6-12.

50. Zondervan K.T., Becker C.M., Koga K., Missmer S.A., Taylor R.N., Vigano P. Endometriosis. Nat. Rev. Dis. Primers, 2018, Vol. 4, no. 1, 9. doi: 10.1038/s41572-018-0008-5.