Preview

Медицинская иммунология

Расширенный поиск

Воздействие трансфузий компонентов крови на иммунную систему реципиента

https://doi.org/10.15789/10.15789/1563-0625-IOT-2372

Полный текст:

Аннотация

Переливания компонентов крови являются неотъемлемой частью лечебных мероприятий при ряде патологических состояний. Однако при проведении гемокомпонентной терапии важно учитывать вероятность посттрансфузионных осложнений, основную часть которых составляют иммунообусловленные побочные явления. Неблагоприятные последствия гемотрансфузий могут проявляться спустя длительный период времени, а патогенез данных явлений может быть ассоциирован не только с наличием аллоантител. Причинами могут быть аллоиммунизация к антигенам HLA, факторы лейкоцитарного происхождения, включая цитокины, продукты дегрануляции лейкоцитов, а также феномен повреждения эритроцитов при хранении (“storage lesion”), иммуномодулирующие свойства внеклеточных везикул или микрочастиц, содержащихся в компонентах крови, и другие факторы. Несмотря на значительное количество публикаций по данной проблеме, остается ряд нерешенных вопросов, связанных с воздействием трансфузий компонентов крови на иммунную систему реципиентов. В обзоре литературы приводятся результаты современных исследований, посвященных изучению данного феномена. Рассматриваются выявленные в последние годы особенности трансфузионно-обусловленной иммуномодуляции (ТОИМ), при переливании различных компонентов крови. Приводятся результаты современных исследований, посвященных изучению данного феномена. Освещена роль плазменных факторов, микрочастиц, тромбоцитов и эритроцитов, HLA-сенсибилизации и микрохимеризма в развитии ТОИМ, приводятся данные об особенностях возникновения ТОИМ в периоперационном периоде. Отдельный раздел обзора содержит сведения о клинических исследованиях, проводившихся за последние годы и посвященных проблеме ТОИМ, в том числе в группах новорожденных, пациентов со злокачественными новообразованиями, у иммунокомпрометированных пациентов после операций на сердце и сосудах. Освещаются данные по частоте наличия феномена ТОИМ у пациентов с ослабленной предыдущим заболеванием или проводимым лечением иммунной системой, наличием выраженной коморбидности, обширным хирургическим торакальным/абдоминальным вмешательством и искусственным кровообращением. На основании проведенных исследований обсуждается роль в снижении частоты развития ТОИМ таких мероприятий при заготовке компонентов крови, как отмывание концентратов эритроцитов, лейкодеплеция, гамма-облучение. Данные опубликованных научных исследований не позволяют окончательно сделать определенные выводы о воздействии трансфузий компонентов крови на иммунную систему реципиентов в связи с различием изучаемых групп больных, особенностей исследуемых нозологий и клинических ситуаций, разноплановостью гемокомпонентов, а также различных стандартов трансфузионной терапии, принятых в разных странах. Тем не менее систематизированный обзор литературы может помочь ориентироваться в вопросах трансфузионно-обусловленной иммуномодуляции.

Об авторах

Т. В. Глазанова
ФГБУ Российский научно-исследовательский институт гематологии и трансфузиологии Федерального медико-биологического агентства
Россия

Татьяна Валантиновна Глазанова – доктор медицинских наук, руководитель лаборатории иммуногематологии.

191024, Санкт-Петербург, ул. 2-ая Советская, 16. Тел.: 8 (921) 997-51-31


Конфликт интересов:

нет



Е. Р. Шилова
.ФГБУ Российский научно-исследовательский институт гематологии и трансфузиологии Федерального медико-биологического агентства
Россия

Елена Романовна Шилова – кандидат медицинских наук, доцент, старший научный сотрудник лаборатории иммуногематологии.

Санкт-Петербург


Конфликт интересов:

нет



А. В. Чечеткин
ФГБУ Российский научно-исследовательский институт гематологии и трансфузиологии Федерального медико-биологического агентства

Александр Викторович Чечеткин – доктор медицинских наук, профессор, заместитель директора.

Санкт-Петербург


Конфликт интересов:

нет



Л. Н. Бубнова
ФГБУ Российский научно-исследовательский институт гематологии и трансфузиологии Федерального медико-биологического агентства; ФГБУ Российский научно-исследовательский институт гематологии и трансфузиологии Федерального медико-биологического агентства
Россия

Людмила Николаевна Бубнова – доктор медицинских наук, профессор, заслуженный деятель науки РФ, руководитель Республиканского центра иммунологического типирования тканей РНИИ гематологии и трансфузиологии Федерального медико-биологического агентства; профессор кафедры иммунологии Первый СанктПетербургский ГМУ имени академика И.П. Павлова.

Санкт-Петербург


Конфликт интересов:

нет



Список литературы

1. Эйхлер О.В., Чечеткин А.В., Аджигитова Е.В., Данильченко В.В., Минеева Н.В., Солдатенков В.Е., Кробинец И.И. Характеристика осложнений, возникших после переливания донорской крови и ее компонентов, в медицинских организациях Российской Федерации в 2018 году // Трансфузиология, 2019. Т.20, № 4. С. 301-309.

2. Aatonen M., Gronholm M., Siljander P. Platelet-derived microvesicles: multitalented participants in intercellular communication. Semin. Thromb. Hemost., 2012, Vol. 38, no. 1, pp. 102-113.

3. Amato A, Pescatori M. Perioperative blood transfusions for the recurrence of colorectal cancer. Cochrane Database Syst Rev., 2006, Vol. 1, CD005033. doi: 10.1002/14651858.CD005033.pub2.

4. Almizraq R., Seghatchian J., Acker J. Extracellular vesicles in transfusion-related immunomodulation and the role of blood component manufacturing. Transfus.Apher. Sci., 2016, Vol. 55, no. 3, pp. 281-291.

5. Almizraq R., Kipkeu B., Acker J. Platelet vesicles are potent inflammatory mediators in red blood cell products and washing reduces the inflammatory phenotype. Transfusion, 2019, Vol. 60, no. 2, pp. 378-390.

6. Apelseth T., Hervig T., Wentzel-Larsen T., Petersen K., Reikvam H, Bruserud O. A prospective observational study of the effect of platelet transfusions on levels of platelet-derived cytokines, chemokines and interleukins in acute leukaemia patients with severe chemotherapy-induced cytopenia. Eur. Cytokine Netw., 2011, Vol. 22, no. 1, pp. 52-62.

7. Arraud N., Linares R., Tan S., Gounou C., Pasquet J.-M., Mornet S., Brisson A.R. Extracellular vesicles from blood plasma: determination of their morphology, size, phenotype and concentration. J. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 12, no. 5, pp. 614-627.

8. Atzil S., Arad M., Glasner A., Abiri N., Avraham R., Greenfeld K., Rosenne E., Beilin B., Ben-Eliyahu S. Blood transfusion promotes cancer progression: a critical role for aged erythrocytes. Anesthesiology, 2008, Vol. 109, no. 6, pp. 989-997.

9. Baek J. H., Yalamanoglu A., Gao Y., Guenster R., Spahn D.R., Schaer D.J., Buehler P.W. Iron accelerates hemoglobin oxidation increasing mortality in vascular diseased guinea pigs following transfusion of stored blood. JCI Insight, 2017, Vol. 2, e93577. doi: 10.1172/jci.insight.93577.

10. Baumgartner J.М., Nydam T.L., Clarke J.H., Banerjee A., Silliman C.C., McCarter M.D. Red blood cell supernatant potentiates LPS-induced proinflammatory cytokine response from peripheral blood mononuclear cells. J. Interferon Cytokine Res., 2009, Vol. 29, no. 6, pp. 333-338.

11. Baumgartner J., Silliman C.C., Moore E.E., Banerjee A., McCarter M. Stored red blood cell transfusion induces regulatory T cells. J. Am. Coll. Surg., 2009, Vol. 208, no. 1, pp. 110-119.

12. Belizaire R., Prakash P., Richter J., Robinson B.R., Edwards M.J., Caldwell C., Lentsch A., Pritts T.A. Microparticles from stored red blood cells activate neutrophils and cause lung injury after hemorrhage and resuscitation. J. Am. Coll. Surg., 2012, Vol. 214, no. 4, pp. 648-655.

13. Blajchman M. Immunomodulation and blood transfusion. Am. J. Ther., 2002, Vol. 9, no. 5, pp. 389-395.

14. Bury T., Corhay J., Radermecker M. Histamine-induced inhibition of neutrophil chemotaxis and T-lymphocyte proliferation in man. Allergy, 1992, Vol. 47, no. 6, pp. 624-629.

15. Caramalho I., Lopes-Carvalho T., Ostler D., Zelenay S., Haury M., Demengeot J. Regulatory T cells selectively express toll-like receptors and are activated by lipopolysaccharide. J. Exp. Med., 2003, Vol. 197, no. 4, pp. 403-411.

16. Chen X., Yang J., Hu S., Nie H., Mao G., Chen H. Increased expression of CD86 and reduced production of IL-12 and IL-10 by monocyte-derived dendritic cells from allergic asthmatics and their effects on Th1- and Th2-type cytokine balance. Respiration, 2006, Vol. 73, no. 1, pp. 34-40.

17. Coutant F., Perrin-Cocon L., Agaugue S., Delair T., André P., Lotteau. V. Mature dendritic cell generation promoted by lysophosphatidylcholine. J. Immunol., 2002, Vol. 169, no. 4, pp. 1688-1695.

18. Cross J., Bradbury R., Fulford A., Jallow A., Wegmüller R., Prentice A., Cerami C. Oral iron acutely elevates bacterial growth in human serum. Sci. Rep., 2015, no. 5, 16670. doi: 10.1038/srep16670. doi: 10.1038/srep16670.

19. Danesh A., Inglis H., Jackman R., WuS. Exosomes from red blood cell units bind to monocytes and induce proinflammatory cytokines, boosting T-cell responses in vitro. Blood, 2013, Vol. 123, no. 5, pp. 687-696.

20. Delobel J., Prudent M., Rubin O., CrettazD., TissotJ-D., Lion N. Subcellular fractionation of stored red blood cells reveals a compartmentbased protein carbonylation evolution. J. Proteom., 2012, Vol. 76, Spec. no., pp. 181-193.

21. Deeb A., Aquina C.T., Monson J., Blumberg N., Becerra A., Fleming F. Allogeneic leukocyte-reduced red blood cell transfusion is associated with postoperative infectious complications and cancer recurrence after colon cancer resection. Dig Surg., 2020, Vol. 37, no. 2, pp. 163-170.

22. Dey-Hazra E., Hertel B., Kirsch T., Woywodt A., Lovric S., Haller H., Haubitz M., Erdbruegger U. Detection of circulating microparticles by flow cytometry: influence of centrifugation, filtration of buffer, and freezing. Vasc. Health Risk Manag., 2010, Vol. 6, no. 6, pp. 1125-1133.

23. Dzik S., Murphy M. Emerging research in transfusion medicine: what to expect in 2020. Transfus. Med. Rev., 2020, Vol. 34, no. 1, pp. 1-4.

24. Fernandez-Messina L., Gutierrez-Vazquez C., Rivas-Garcia E., Sánchez-Madri dF., de la Fuente H. Immunomodulatory role of microRNAs transferred by extracellular vesicles. Biol. Cell, 2015, Vol. 107, no. 3, pp. 61-77.

25. Fox L., Cox D., Lockridge J., Wang X., Chen X., Scharf L., Trott D., Ndonye R., Veerapen N., Besra G., Howell A., Cook M., Adams E., Hildebrand W., Gumperz J. Recognition of lysophospholipids by human natural killer T lymphocytes. PLoS Biol., 2009, Vol. 7, no. 10, e1000228. doi: 10.1371/journal.pbio.1000228.

26. Ghio M., Contini P., Ubezio G., Ansaldi F., Setti M., Tripodi G. Blood transfusions with high levels of contaminating soluble HLA-I correlate with levels of soluble CD8 in recipients’ plasma; a new control factor in soluble HLA-I-mediated transfusion-modulated immunomodulation? Blood Transfus., 2014, Vol. 12, no. 1, pp. 105-108.

27. Ghio M., Contini P., Negrini S., Mazzei C., Zocchi M.R., Poggi A. Down regulation of human natural killer cell-mediated cytolysis induced by blood transfusion: role of transforming growth factor-b (1), soluble Fas ligand, and soluble Class I human leukocyte antigen. Transfusion, 2011, Vol. 51, no. 7, pp. 1567-1573.

28. Halpin A., Nahirniak S.,Campbell P., Urschel S., Kim D., West L., Pidorochynski T., Buchholz H., Conway J. HLA alloimmunization following ventricular assist device support across the age spectrum. Transplantation, 2019, Vol. 103, no. 12, pp. 2715-2724.

29. Hassani H., Khoshdel H., Sharifzadeh S.R., Heydari M.F., Alizadeh S., Aghideh A.N. TNF-α and TGF-β level after intraoperative allogeneic red blood cell transfusion in orthopedic operation patients. Turkish J. Med. Scien., 2017, Vol. 47, no. 6, pp. 1813-1818.

30. Hirani R., Balogh Z., Lott N., Hsu J., Irving D. Leukodepleted blood components do not remove the potential for long-term transfusion-associated microchimerism in australian major trauma patients. Chimerism, 2014, Vol. 5, no. 3, pp. 86-93.

31. Hirani R., Dean M., Balogh Z., Lott N., Seggie J., Hsu J., Taggart S., Maitz P., Survela L., Joseph A., Gillett M., Irving D. Donor white blood cell survival and cytokine profiles following red blood cell transfusion in Australian major trauma patients. Mol. Immunol., 2018, Vol. 103, pp. 229-234.

32. Holmes C., Levis J., Ornstein D. Activated platelets enhance ovarian cancer cell invasion in a cellular model of metastasis. Clin. Exp. Metastasis, 2009, Vol. 26, no. 7, pp. 653-661.

33. Hood M., Skaar E. Nutritional immunity: transition metals at the pathogen-host interface. Nat. Rev. Microbiol., 2012, Vol. 10, no. 8, pp. 525-537.

34. Hunsicker O., Gericke S., Graw J., Krannich A., Boemke W., Meyer O., Braicu I., Spies C., Sehouli J., Pruß A., Feldheiser A. Transfusion of red blood cells does not impact progression-free and overall survival after surgery for ovarian cancer. Transfusion, 2019, Vol. 59, no. 12, pp. 3589-3600.

35. Jacobi K., Wanke C., Jacobi A., Weisbach V., Hemmerling T. Determination of eicosanoid and cytokine production in salvaged blood, stored red blood cell concentrates, and whole blood. J. Clin. Anesth., 2000, Vol. 12, no. 9, pp. 94-99.

36. Jiao C., Zheng L. Blood transfusion-related immunomodulation in patients with major obstetric haemorrhage. Vox Sanguinis, 2019, Vol. 114, no. 8, pp. 861-868.

37. Jin Y., Damaj B., Maghazachi A. Human resting CD162, CD16+ and IL-2-, IL-12-, IL-15- or IFN-alphaactivated natural killer cells differentially respond to sphingosylphosphorylcholine, lysophosphatidylcholine and platelet-activating factor. Eur. J. Immunol., 2005, Vol. 35, no. 9, pp. 2699-2708.

38. Kanter J., Khan S., Kelher M., Gore L., Silliman C. Oncogenic and angiogenic growth factors accumulate during routine storage of apheresis platelet concentrates. Clin. Cancer Res., 2008, Vol. 14, no. 12, pp. 3942-3947.

39. Karam O., Tucci M., Toledano B., Robitaille N., Cousineau J., Thibault L., Lacroix J., Le Deist F. Length of storage and in vitro immunomodulation induced by prestorage leukoreduced red blood cells. Transfusion, 2009, Vol. 49, no. 11, pp. 2326-2334.

40. Keir A., McPhee A., Andersen C., Stark M. Plasma cytokines and markers of endothelial activation increase after packed red blood cell transfusion in the preterm infant. Pediatr. Res., 2013, Vol. 73, no. 1, pp. 75-79.

41. Ki K.K., Johnson L., Faddy H.M., Flower R. L. Marks D.C., Dean M.M. Immunomodulatory effect of cryopreserved platelets: altered BDCA31 dendritic cell maturation and activation in vitro. Transfusion, 2017, Vol. 57, no. 12, pp. 2878-2887.

42. Lamiaa M., Hala Y., Hala A., Hawary R., Selim A., Aly S., Nada M., Aly H. Effect of packed red blood cell transfusion on IL-8 and sICAM-1 in premature neonates at different postnatal ages. Pediatr. Neonatol., 2019, Vol. 60, no. 5, pp. 537-542.

43. Lange M.M., van Hilten J.A., van de Watering L.M., Bijnen B.A., Roumen R.M., Putter H., Brand A., van de Velde C.J. Leucocyte depletion of perioperative blood transfusion does not affect long-term survival and recurrence in patients with gastrointestinal cancer. Br. J .Surg., 2009, Vol. 96, no. 7, pp. 734-740.

44. Lapierre V., Aupérin A., Robinet E., Ferrand C., Oubouzar N., Tramalloni D., Saas P., Debaene B., Lasser P., Tiberghien P. Immune modulation and microchimerism after unmodified versus leukoreduced allogeneic red blood cell transfusion in cancer patients: results of a randomized study. Transfusion, 2007, Vol. 47, no. 9, pp. 1691-1699.

45. Luo L., Wang D., Chen M., Li M. Effects of reinfusion of the remaining blood filtered by leukocyte depletion filter on postoperative cellar immune function after cardiopulmonary bypass. Zhonghua Wei Zhong Bing Ji Jiu Yi Xue, 2019, Vol. 31, no. 8, pp. 989-993.

46. Mathivanan S., Ji H., Simpson R. Exosomes: extracellular organelles important in intercellular communication. J. Proteom., 2010, Vol. 73, no. 10, pp. 1907-1920.

47. Matsubayashi H., Weidner J., Miraglia C., McIntyre J. Platelet membrane early activation markers during prolonged storage. Thromb. Res., 1999, Vol. 93, no. 4, pp. 151-160.

48. Mittal S., Cho K., Ishido S., Roche P.A. Interleukin 10 (IL-10)-mediated Immunosuppression: MARCH-I induction regulates antigen presentation by macrophages but not dendritic cells. J. Biol. Chem., 2015, Vol. 290, no. 45, pp. 27158-27167.

49. Mulligan J., Rosenzweig S., Young M. Tumor secretion of VEGF induces endothelial cells to suppress T cell functions through the production of PGE2. J. Immunother., 2010, Vol. 33, no. 2, pp. 126-135.

50. Muszynski J., Bale J., Nateri J., Nicol K. Supernatants from stored red blood cell (RBC) units, but not RBCderived microvesicles, suppress monocyte function in vitro. Transfusion, 2015, Vol. 55, no. 8, pp. 1937-1945.

51. Muszynski J., Spinella P., Cholette J. Acker J., Hall M., Juffermans N., Kelly D., Blumberg N., Nicol K., Liedel J., Doctor A., Remy K., Tucci M., Lacroix J., Norris P. Transfusion-related immunomodulation: review of the literature and implications for pediatric critical illness. Transfusion, 2017, Vol. 57, no. 1, pp. 195-206.

52. Nagura Y., Tsuno N., Tanaka M., Matsuhashi M., Takahashi K. The effect of prestorage whole-blood leukocyte reduction on cytokines/chemokines levels in autologous CPDA-1 whole blood. Transfus. Apher. Sci., 2013, Vol. 49, no. 2, pp. 223-230.

53. Nelson K.A., Aldea G.S., Warner P., Latchman Y., Gunasekera D., Tamir A., Gernsheimer T., Bolgiano D., Slichter S.J. Transfusion-related immunomodulation: gamma irradiation alters the effects of leukoreduction on alloimmunization. Transfusion, 2019, Vol. 59, no. 11, pp. 3396-3404.

54. Olofsson K.E., Andersson L., Nilsson J., Bjorkbacka H. Nanomolar concentrations of lysophosphatidylcholine recruit monocytes and induce pro-inflammatory cytokine production in macrophages. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008, Vol. 370, no. 2, pp. 348-352.

55. Ozment C.P., Mamo L.B., Campbell M.L., Lokhnygina Y., Ghio A., Turi J. Transfusion-related biologic effects and free hemoglobin, heme, and iron. Transfusion, 2013, Vol. 53, no. 4, pp. 732-740.

56. Patel M.B., Proctor K.G., Majetschak M. Extracellular ubiquitin increases in packed red blood cell units during storage. J. Surg. Res., 2006, Vol. 135, no. 2. pp. 226-232.

57. Petri B., Phillipson M., Kubes P. The physiology of leukocyte recruitment: an in vivo perspective. J. Immunol., 2008, Vol. 180, no. 10, pp. 6439-6436.

58. Remy K., Natanson C., Klein H.G. The influence of the storage lesion(s) on pediatric red cell transfusion. Curr. Opin. Pediatr., 2015, Vol. 27, no. 3, pp. 277-285.

59. Ren Y., Lin C., Li Z., Chen X.Y. Up-regulation of macrophage migration inhibitory factor in infants with acute neonatal necrotizing enterocolitis. Histopathology, 2005, Vol. 46, no. 6, pp. 659-667.

60. Robinson D. The role of regulatory T lymphocytes in asthma pathogenesis. Curr. Allergy Asthma Rep., 2005, Vol. 5, no. 2, pp. 136-141.

61. Saas P., Angelot F., Bardiaux L., Seillès E., Garnache-Ottou F., Perruche S. Phosphatidylserine-expressing cell by-products in transfusion: a pro-inflammatory or an anti-inflammatory effect? Transfus. Clin. Biol., 2012, Vol. 19, no. 3, pp. 90-97.

62. Sadallah S., Eken C., Martin P., Schifferli J. Microparticles (ectosomes) shed by stored human platelets downregulate macrophages and modify the development of dendritic cells. J. Immunol., 2011, Vol. 186, no. 11, pp. 6543-6552

63. Saris A., Kerkhoffs J.L., Norris P.J., van Ham M., Brinke A., Brand A., van der Meer P. F., Zwaginga J.J. The role of pathogen-reduced platelet transfusions on HLA alloimmunization in hemato-oncological patients. Transfusion, 2019, Vol. 59, no. 2, pp. 470-481.

64. Silliman C., Clay K., Thurman G., Johnson C., Ambruso D. Partial characterization of lipids that develop during the routine storage of blood and prime the neutrophil NADPH oxidase. J. Lab. Clin. Med., 1994, Vol. 124, no. 5, pp. 684-694.

65. Seghatchian J. Platelet storage lesion: an update on the impact of various leukoreduction processes on the biological response modifiers. Transfus. Apher. Sci., 2006, Vol. 34, no. 1, pp. 125-130.

66. Soontrapa K., Honda T., Sakata D., Yao C., Hirata T., Hori S., Matsuoka T., Kita Y., Shimizu T., Kabashima K., Narumiya S. Prostaglandin E2-prostaglandin E receptor subtype 4 (EP4) signaling mediates UV irradiation-induced systemic immunosuppression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011, Vol. 108, no. 16, pp. 6668-6673.

67. Suksompong S., Tassaneetrithep B., Ariyawatkul T., Sirivanasandha B. Allogeneic red cell transfusion and its influence on relevant humoral and cellular immunological parameters: A prospective observational trial. Eur. J. Anaesthesiol,, 2019, Vol. 36, no. 11, pp. 814-824.

68. Tetta C., Ghigo E., Silengo L., Deregibus M.C., Camussi G. Extracellular vesicles as an emerging mechanism of cell-to-cell communication. Endocrine, 2013, Vol. 44, no. 1, pp. 11-19.

69. Vlaar A., Hofstra J., Kulik W., van Lenthe H., Nieuwland R., Schultz M., Levi M., Roelofs J., Tool A., de Korte D., Juffermans N. Supernatant of stored platelets causes lung inflammation and coagulopathy in a novel in vivo transfusion model. Blood, 2010, Vol. 116, no. 8, pp. 1360-1368.

70. Vallion R., Bonnefoy F., Daoui A.Vieille L., Tiberghien P., Saas P., Perruche S. Transforming growth factor-b released by apoptotic white blood cells during red blood cell storage promotes transfusion-induced alloimmunomodulation. Transfusion, 2015, Vol. 55, no. 7, pp. 1721-1735.

71. van Hilten J., van de Watering L., van Bockel J., van de Velde C., Kievit J., Brand R., van Den Hout W., Geelkerken R., Roumen R., Wesselink R., Koopman-van Gemert A., Koning J., Brand A. Effects of transfusion with red cells filtered to remove leucocytes: randomised controlled trial in patients undergoing major surgery. BMJ, 2004, Vol. 328, no. 451, 1281. doi: 10.1136/bmj.38103.735266.55.

72. Walker E., Walker S. Effects of iron overload on the immune system. Ann. Clin. Lab. Sci., 2000, Vol. 30, no. 4, pp.354-365.

73. Wang D., Cortes-Puch I., Sun J., Solomon S., Kanias T., Remy K., Feng J., Alimchandani M., Quezado M., Helms C., Perlegas A., Gladwin M., Kim-Shapiro D., Klein H., Natanson H. Transfusion of older stored blood worsens outcomes in canines depending on the presence and severity of pneumonia. Transfusion, 2014, Vol. 54, no. 7, pp. 1712-1724.

74. Xiong Z., Cavaretta J., Qu L., Stolz D.B., Triulzi D., Lee J. Red blood cell microparticles show altered inflammatory chemokine binding and release ligand upon interaction with platelets. Transfusion, 2011, Vol. 51, no. 3, pp. 610-621.

75. Yamamoto S., Niida S., Azuma E.,Yanagibashi T., Muramatsu M., Huang T.T., Sagara H., Higaki S., Ikutani M., Nagai Y., Takatsu K., Miyazaki K., Hamashima T., Mori H., Matsuda N., Ishii Y., Sasahara M. Inflammation-induced endothelial cell-derived extracellular vesicles modulate the cellular status of pericytes. Sci Rep., 2015, Vol. 5, 8505. doi: 10.1038/srep08505.

76. Zhang B., Yin Y., Lai R., Lim S. Immunotherapeutic potential of extracellular vesicles. Front. Immunol., 2014, Vol. 5, 518. doi: 10.3389/fimmu.2014.00518.

77. Zhu X., Yu B., You P., Wua Y., Fanga Y., Yanga L., Xiaa R. Ubiquitin released in the plasma of whole blood during storage promotes mRNA expression of Th2 cytokines and Th2-inducing transcription factors. Transfus.


Дополнительные файлы

Рецензия

Для цитирования:


Глазанова Т.В., Шилова Е.Р., Чечеткин А.В., Бубнова Л.Н. Воздействие трансфузий компонентов крови на иммунную систему реципиента. Медицинская иммунология. 2021;23(6):1307-1318. https://doi.org/10.15789/10.15789/1563-0625-IOT-2372

For citation:


Glazanova T.V., Shilova E.R., Chechetkin A.V., Bubnova L.N. Impact of transfusion of blood components on the recipient immune system. Medical Immunology (Russia). 2021;23(6):1307-1318. (In Russ.) https://doi.org/10.15789/10.15789/1563-0625-IOT-2372

Просмотров: 108


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1563-0625 (Print)
ISSN 2313-741X (Online)