Протеомное профилирование моноцитоподобных клеток линии THP-1 и продуцируемых ими микровезикул с помощью MALDI-масс-спектрометрии

Отделяющиеся от плазматической мембраны клетки экстраклеточные везикулы принимают активное участие в межклеточной коммуникации, транспортируя широкий спектр молекул, среди которых важное функциональное значение придается белкам, липидам, нуклеиновым кислотам и сахарам. Одним из важных этапов в понимании дистантной коммуникации клеток и механизмов ее регуляции является изучение протеома различных экстраклеточных везикул, в том числе микровезикул и экзосом. Синтезируемые моноцитами провоспалительные цитокины и отдельные компоненты системы комплемента играют ключевую роль в осуществлении их специфических функций. Целью данного исследования явилось изучение протеомного состава моноцитоподобных клеток линии THP-1 и продуцируемых ими микровезикул. В результате MALDI-масс-спектрометрического анализа электрофоретических белковых фракций лизата клеток и микровезикул идентифицировано 107 белков, выполняющих различные функции. Среди 19 функциональных групп наибольшие по численности группы образуют белки-регуляторы транскрипции и белки c неизвестными функциями, домены. Наименьшие по численности функциональные группы представлены белками-регуляторами клеточной дифференцировки и морфогенеза, белками иммунного ответа и воспаления, рецепторами и их регуляторами, транспортными белками и белками-регуляторами транспорта, белками-регуляторами клеточной адгезии и процессинга белков, белками убиквитин-протеасомной системы деградации белков, белками внутриклеточной сигнализации, белками-регуляторами аутофагоцитоза и экзоцитоза, белками структуры хроматина, белками-регуляторами гемостаза, гормонами. Промежуточное положение занимают цитокины и факторы роста, ферменты, белки цитоскелета, структурные и моторные белки, белки-регуляторы трансляции, транскрипции и процессинга РНК. С помощью последующего кластерного анализа (DAVID Functional Annotation Clustering) идентифицированы наиболее широко представленные группы белков, распределенных по молекулярной функции, биологическому процессу и по положению в клетке. Отдельно в микровезикулах идентифицированы среди прочих белковых молекул белки иммунного ответа и воспаления, цитокины и факторы роста, белки внутриклеточной сигнализации, белки-регуляторы клеточной дифференцировки и морфогенеза, белки-регуляторы клеточной адгезии. Полученные данные о частичном протеоме моноцитоподобных клеток линии THP-1 и продуцируемых ими микровезикул расширяют имеющиеся представления о дистантной коммуникации клеток и указывают на новые механизмы взаимодействия моноцитов/макрофагов и их микроокружения. 

1. Anteby E.Y., Natanson-Yaron S., Hamani Y., Sciaki Y., Goldman-Wohl D., Greenfield C., Ariel I., Yagel S. Fibroblast growth factor-10 and fibroblast growth factor receptors 1-4: expression and peptide localization in human decidua and placenta. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., 2005, Vol. 119, no. 1, pp. 27-35.

2. Baig S., Kothandaraman N., Manikandan J., Rong L., Ee K.H., Hill J., Lai C.W., Tan W.Y., Yeoh F., Kale A., Su L.L., Biswas A., Vasoo S., Choolani M. Proteomic analysis of human placental syncytiotrophoblast microvesicles in preeclampsia. Clin. Proteomics, 2014, Vol. 11, no. 1, 40.

3. Battistini B., Chailler P., D'Orléans-Juste P., Brière N., Sirois P. Growth regulatory properties of endothelins. Peptides, 1993, Vol. 14, no. 2, pp. 385‐399.

4. Bernimoulin M., Waters E.K., Foy M., Steele B.M., Sullivan M., Falet H., Walsh M.T., Barteneva N., Geng J.G., Hartwig J.H., Maguire P.B., Wagner D.D. Differential stimulation of monocytic cells results in distinct populations of microparticles. J. Thromb. Haemost., 2009, Vol. 7, no. 6, pp. 1019-1028.

5. Burbano C., Rojas M., Vasquez G., Castano D. Microparticles that form immune complexes as modulatory structures in autoimmune responses. Mediators Inflamm., 2015, Vol. 2015, article ID 267590.

6. Carpenter S., Carlson T., Dellacasagrande J., Garcia A., Gibbons S., Hertzog P., Lyons A., Lin L.L., Lynch M., Monie T., Murphy C., Seidl K.J., Wells C., Dunne A., O'Neill L.A. TRIL, a functional component of the TLR4 signaling complex, highly expressed in brain. J. Immunol., 2009, Vol. 183, no. 6, pp. 3989-3995.

7. Chen C., Li X., Ge G., Liu J., Biju K.C., Laing S.D., Qian Y., Ballard C., He Z., Masliah E., Clark R.A., O'Connor J.C., Li S. GDNF-expressing macrophages mitigate loss of dopamine neurons and improve Parkinsonian symptoms in MitoPark mice. Sci. Rep., 2018, Vol. 8, no. 1, 5460.

8. Cianciaruso C., Beltraminelli T., Duval F., Nassiri S., Hamelin R., Mozes A., Gallart-Ayala H., Ceada Torres G., Torchia B., Ries C.H., Ivanisevic J., De Palma M. Molecular profiling and functional analysis of macrophage-derived tumor extracellular vesicles. Cell Rep., 2019, Vol. 27, no. 10, pp. 3062-3080.e11.

9. Colombo M., Raposo G., Thery C. Biogenesis, secretion, and intercellular interactions of exosomes and other extracellular vesicles. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2014, Vol. 30, pp. 255-289.

10. Cronemberger-Andrade A., Aragão-França L., de Araujo C.F., Rocha V.J., Borges-Silva Mda C., Figueira C.P., Oliveira P.R., de Freitas L.A., Veras P.S., Pontes-de-Carvalho L. Extracellular vesicles from Leishmania-infected macrophages confer an anti-infection cytokine-production profile to naïve macrophages. PLoS Negl. Trop. Dis., 2014, Vol. 8, no. 9, e3161. Erratum in: PLoS Negl. Trop. Dis. 2014 Vol. 8, no. 11, e3415. Figueiras C.P. [corrected to Figueira, Cláudio P].

11. Graner M.W. Roles of extracellular vesicles in high-grade gliomas: tiny particles with outsized influence. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet., 2019, Vol. 20, pp. 331-357.

12. Gui L., Zhang Q., Cai Y., Deng X., Zhang Y., Li C., Guo Q., He X., Huang J. Effects of let-7e on LPS-stimulated THP-1 cells assessed by iTRAQ proteomic analysis. Proteomics Clin. Appl., 2018, Vol. 12, no. 5, e1700012.

13. Haraszti R.A., Didiot M.C., Sapp E., Leszyk J., Shaffer S.A., Rockwell H.E., Gao F., Narain N.R., DiFiglia M., Kiebish M.A., Aronin N., Khvorova A. High-resolution proteomic and lipidomic analysis of exosomes and microvesicles from different cell sources. J. Extracell. Vesicles, 2016, Vol. 5, no. 1, article ID 32570.

14. Hare N.J., Chan B., Chan E., Kaufman K.L., Britton W.J., Saunders B.M. Microparticles released from Mycobacterium tuberculosis-infected human macrophages contain increased levels of the type I interferon inducible proteins including ISG15. Proteomics, 2015, Vol. 15, no. 17, pp. 3020-3029.

15. Hegab A.E., Ozaki M., Kagawa S., Hamamoto J., Yasuda H., Naoki K., Soejima K., Yin Y., Kinoshita T., Yaguchi T., Kawakami Y., Ornitz D.M., Betsuyaku T. Tumor associated macrophages support the growth of FGF9-induced lung adenocarcinoma by multiple mechanisms. Lung Cancer, 2018, Vol. 119, pp. 25-35.

16. Izdebska M., Zielińska W., Grzanka D., Gagat M. The role of actin dynamics and actin-binding proteins expression in epithelial-to-mesenchymal transition and its association with cancer progression and evaluation of possible therapeutic targets. Biomed. Res. Int., 2018, Vol. 2018, 4578373.

17. Kaewseekhao B., Naranbhai V., Roytrakul S., Namwat W., Paemanee A., Lulitanond V., Chaiprasert A., Faksri K. Comparative proteomics of activated THP-1 cells infected with Mycobacterium tuberculosis identifies putative clearance biomarkers for tuberculosis treatment. PLoS One, 2015, Vol. 10, no. 7, e0134168.

18. Kang J.H., Kim H.T., Choi M.S., Lee W.H., Huh T.L., Park Y.B., Moon B.J., Kwon O.S. Proteome analysis of human monocytic THP-1 cells primed with oxidized low-density lipoproteins. Proteomics, 2006, Vol. 6, no. 4, pp. 1261-1273.

19. Kok Y.L., Vongrad V., Shilaih M., Di Giallonardo F., Kuster H., Kouyos R., Günthard H.F., Metzner K.J. Monocyte-derived macrophages exhibit distinct and more restricted HIV-1 integration site repertoire than CD4(+) T cells. Sci. Rep., 2016, Vol. 6, 24157.

20. Korenevskii A.V., Milyutina Y.P., Zhdanova A.A., Pyatygina K.M., Sokolov D.I., Sel'kov S.A. Mass-spectrometric analysis of proteome of microvesicles produced by NK-92 natural killer cells. Bull. Exp. Biol. Med., 2018, Vol. 165, no. 4, pp. 564-571.

21. Kowal J., Arras G., Colombo M., Jouve M., Morath J.P., Primdal-Bengtson B., Dingli F., Loew D., Tkach M., Thery C. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2016, Vol. 113, no. 8, pp. E968-E977.

22. Li P., Kaslan M., Lee S.H., Yao J., Gao Z. Progress in exosome isolation techniques. Theranostics, 2017, Vol. 7, no. 3, pp. 789-804.

23. Maas S.L.N., Breakefield X.O., Weaver A.M. Extracellular vesicles: unique intercellular delivery vehicles. Trends Cell. Biol., 2017, Vol. 27, no. 3, pp. 172-188.

24. Malloci M., Perdomo L., Veerasamy M., Andriantsitohaina R., Simard G., Martinez M.C. Extracellular vesicles: mechanisms in human health and disease. Antioxid. Redox Signal., 2019, Vol. 30, no. 6, pp. 813-856.

25. Markova K.L., Mikhailova V.A., Korenevsky A.V., Milyutina Y.P., Rodygina V.V., Aleksandrova E.P., Markov A.S., Balabas O.A., Selkov S.A., Sokolov D.I. Microvesicles produced by natural killer cells of the NK-92 cell line affect the phenotype and functions of endothelial cells of the EA.Hy926 cell line. Med. Immunol. (Russia), 2020, Vol. 22, no. 2, pp. 249-268.

26. Miguet L., Pacaud K., Felden C., Hugel B., Martinez M.C., Freyssinet J.M., Herbrecht R., Potier N., van Dorsselaer A., Mauvieux L. Proteomic analysis of malignant lymphocyte membrane microparticles using double ionization coverage optimization. Proteomics, 2006, Vol. 6, no. 1, pp. 153-171.

27. Olingy C.E., Dinh H.Q., Hedrick C.C. Monocyte heterogeneity and functions in cancer. J. Leukoc. Biol., 2019, Vol. 106, no. 2, pp. 309-322.

28. Ornitz D.M, Itoh N. The fibroblast growth factor signaling pathway. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol., 2015, Vol. 4, no. 3, pp. 215-266.

29. Palevski D., Levin-Kotler L.P., Kain D., Naftali-Shani N., Landa N., Ben-Mordechai T., Konfino T., Holbova R., Molotski N., Rosin-Arbesfeld R., Lang R.A., Leor J. Loss of macrophage Wnt secretion improves remodeling and function after myocardial infarction in mice. J. Am. Heart Assoc., 2017, Vol. 6, no. 1, e004387.

30. Pelekanou V., Kampa M., Kiagiadaki F., Deli A., Theodoropoulos P., Agrogiannis G., Patsouris E., Tsapis A., Castanas E., Notas G. Estrogen anti-inflammatory activity on human monocytes is mediated through cross-talk between estrogen receptor ERα36 and GPR30/GPER1. J. Leukoc. Biol., 2016, Vol. 99, no. 2, pp. 333-347.

31. Poczobutt J.M., De S., Yadav V.K., Nguyen T.T., Li H., Sippel T.R., Weiser-Evans M.C., Nemenoff R.A. Expression profiling of macrophages reveals multiple populations with distinct biological roles in an immunocompetent orthotopic model of lung cancer. J. Immunol., 2016, Vol. 196, no. 6, pp. 2847-2859.

32. Raposo G., Stoorvogel W. Extracellular vesicles: exosomes, microvesicles, and friends. J. Cell Biol., 2013, Vol. 200, no. 4, pp. 373-383.

33. Reales-Calderón J.A., Vaz C., Monteoliva L., Molero G., Gil C. Candida albicans modifies the protein composition and size distribution of THP-1 macrophage-derived extracellular vesicles. J. Proteome Res., 2017, Vol. 16, no. 1, pp. 87-105.

34. Sáenz-Cuesta M., Irizar H., Castillo-Triviño T., Muñoz-Culla M., Osorio-Querejeta I., Prada A., Sepúlveda L., López-Mato M.P., López de Munain A., Comabella M., Villar L.M., Olascoaga J., Otaegui D. Circulating microparticles reflect treatment effects and clinical status in multiple sclerosis. Biomark. Med., 2014, Vol. 8, no. 5, pp. 653-661.

35. Shi C., Pamer E.G. Monocyte recruitment during infection and inflammation. Nat. Rev. Immunol., 2011, Vol. 11, no. 11, pp. 762-774.

36. Thery C., Zitvogel L., Amigorena S. Exosomes: composition, biogenesis and function. Nat. Rev. Immunol., 2002, Vol. 2, no. 8, pp. 569-579.

37. Tőkés-Füzesi M., Ruzsics I., Rideg O., Kustán P., Kovács G.L., Molnár T. Role of microparticles derived from monocytes, endothelial cells and platelets in the exacerbation of COPD. Int. J. Chron. Obstruct. Pulmon. Dis., 2018, Vol. 13, pp. 3749-3757.

38. van der Pol E., Coumans F.A., Grootemaat A.E., Gardiner C., Sargent I.L., Harrison P., Sturk A., van Leeuwen T.G., Nieuwland R. Particle size distribution of exosomes and microvesicles determined by transmission electron microscopy, flow cytometry, nanoparticle tracking analysis, and resistive pulse sensing. J. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 12, no. 7, pp. 1182-1192.

39. Walters S.B., Kieckbusch J., Nagalingam G., Swain A., Latham S.L., Grau G.E., Britton W.J., Combes V., Saunders B.M. Microparticles from mycobacteria-infected macrophages promote inflammation and cellular migration. J. Immunol. 2013, Vol. 190, no. 2, pp. 669-677.

40. Yao Z., Jia X., Megger D.A., Chen J., Liu Y., Li J., Sitek B., Yuan Z. Label-free proteomic analysis of exosomes secreted from THP-1-derived macrophages treated with IFN-α identifies antiviral proteins enriched in exosomes. J. Proteome Res., 2019, Vol. 18, no. 3, pp. 855-864.