Preview

Медицинская иммунология

Расширенный поиск

Стратегия гейтирования плазмобластов на примере иммунизации вакциной против гепатита В

https://doi.org/10.15789/1563-0625-GSF-2066

Полный текст:

Аннотация

При вакцинации происходит стимуляция В-клеток, и в кровотоке на короткое время появляются активированные В-лимфоциты, которые относятся к плазмобластам. Плазмобласты также наблюдаются при некоторых вирусных инфекциях. Количество плазмобластов может являться показателем успешности вакцинации или диагностическим признаком продолжающейся инфекции. Как правило, плазмобласты представлены немногочисленной популяцией клеток, определение которой встречает некоторые трудности. В исследовании приняли участие 15 здоровых добровольцев, которые были однократно иммунизированы рекомбинантной вакциной против гепатита В. Для определения плазмобластов были использованы меченные антитела, ранее полученные в нашей лаборатории. Использованные реагенты показали свою применимость для подсчета плазмобластов. Было проведено сравнение различных стратегий гейтирования плазмобластов. При окрашивании лимфоцитов иммунизированных добровольцев набором антител CD19-PE, CD3/CD14/CD16-FITC, CD27-PC5.5 и CD38-PC7 наблюдался отчетливый кластер плазмобластов с фенотипом CD27++CD38++. Включение в панель антитела CD20-FITC приводило к увеличению доли CD27++CD38++ плазмобластов среди CD19+ лимфоцитов до 60% и более. При замене антитела CD38 на антитело CD71 также обнаруживался отчетливый кластер плазмобластов, содержавший около 5% В-лимфоцитов. Две стратегии гейтирования плазмобластов с использованием комбинаций CD27/CD38 и CD27/CD71 мы сравнили в динамике на лимфоцитах одного вакцинированного добровольца. При использовании сочетания CD27/CD38 на 7-й день после вакцинации регистрировался острый и выраженный пик количества плазмобластов. Применение комбинации CD27/CD71 приводило к растягиванию пика на период с 7-го по 14-й день после вакцинации. Таким образом, временная динамика популяции CD27+CD71+ отличалась от появления классических плазмобластов с фенотипом CD27++CD38++. Это наталкивает на мысль, что в популяцию CD27++CD71+ входят не только плазмобласты, но также и другие типы активированных В-клеток. Был получен препарат малого поверхностного антигена гепатита В, меченного фикоэритрином (HBsAg-PE), с помощью которого было определено количество антигенспецифических плазмобластов. Результаты определения антигенспецифических клеток с помощью комплекса HBsAg-PE согласовались c данными, полученными методом ELISpot. Отработанная стратегия гейтирования плазмобластов в настоящее время используется нами для определения активированных В-клеток при инфекции, вызываемой вирусом SARS-CoV-2. На следующем этапе исследования эта методика будет использоваться для сортировки антигенспецифических В-лимфоцитов, что позволит провести секвенирование генов Ig и приступить к созданию новых человеческих антител против вирусных антигенов.

Об авторах

М. Г. Бязрова
ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова»
Россия

Бязрова Мария Георгиевна – младший научный сотрудник лаборатории иммунохимии ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; аспирант кафедры иммунологии, ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова»

Москва


Конфликт интересов:

Автор заявляет об отсутствии конфликта
интересов.



А. П. Топтыгина
ФБУН Московский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии имени Г.Н.Габричевского Роспотребнадзора; кафедра иммунологии Биологического факультета Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова, 119192, Россия, Москва
Россия

Топтыгина Анна Павловна – доктор медицинских наук, профессор, ведущий научный сотрудник лаборатории цитокинов ФБУН «Московский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии имени Г.Н. Габричевского» Роспотребнадзора; профессор кафедры иммунологии, ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова»

Москва


Конфликт интересов: Автор заявляет об отсутствии конфликта
интересов.


Т. А. Митина
ГБУЗ МО «Московский областной научно-исследовательский клинический институт имени М.Ф. Владимирского»
Россия

Митина Татьяна Алексеевна – доктор медицинских наук, руководитель отделения клинической гематологии и иммунотерапии

Москва


Конфликт интересов: Автор заявляет об отсутствии конфликта
интересов.


А. В. Филатов
ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова» ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова» ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова» ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова» ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова»
Россия

Филатов Александр Васильевич – доктор биологических наук, профессор, заведующий лабораторией иммунохимии ФГБУ «ГНЦ „Институт иммунологии“» Федерального медико-биологического агентства России; профессор кафедры иммунологии, ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова»

115522, Москва, Каширское ш., 24


Конфликт интересов:

Автор заявляет об отсутствии конфликта
интересов.



Список литературы

1. Будкова А.И., Лапин С.В., Серебрякова М.К., Кудрявцев И.В., Тришина И.Н., Маслянский А.Л., Тотолян Арег А. Субпопуляционный состав В-клеток периферической крови у больных системной красной волчанкой // Медицинская иммунология, 2017. Т. 19, № 2. С. 175-184. doi: 10.15789/1563-0625-2017-2-175-184.

2. Кудрявцев И.В., Субботовская А.И. Опыт измерения параметров иммунного статуса с использованием шестицветного цитофлуориметрического анализа // Медицинская иммунология, 2015. Т. 17, № 1. С. 19-26. doi: 10.15789/1563-0625-2015-1-19-26.

3. Хайдуков С.В., Байдун Л.А., Зурочка А.В., Тотолян Арег А. Стандартизованная технология «Исследование субпопуляционного состава лимфоцитов периферической крови с применением проточных цитофлюориметров-анализаторов» // Медицинская иммунология, 2012. Т. 14, № 3. С. 255-268. doi: 10.15789/1563-0625-2012-3-255-268.

4. Amanna I.J., Slifka M.K. Quantitation of rare memory B cell populations by two independent and complementary approaches. J. Immunol. Methods, 2006, Vol. 317, pp. 175-185.

5. Basha S., Pichichero M.E. Poor memory B cell generation contributes to non-protective responses to DTaP vaccine antigens in otitis-prone children. Clin. Exp. Immunol., 2015, Vol. 182, no. 3, pp. 314-322.

6. Bauer T., Jilg W. Hepatitis B surface antigen-specific T and B cell memory in individuals who had lost protective antibodies after hepatitis B vaccination. Vaccine, 2006, Vol. 24, pp. 572-577.

7. Berg E.A., Fishman J.B. Labeling antibodies with Cy5-Phycoerythrin. Cold Spring Harb. Protoc., 2019, Vol. 9, 099317. https://doi.org/10.1101/pdb.prot099317.

8. Buisman A.M., de Rond C.G., Ozturk K., Ten Hulscher H.I., van Binnendijk R.S. Long-term presence of memory B-cells specific for different vaccine components. Vaccine, 2009, Vol. 28, pp. 179-186.

9. Cao Y., Gordic M., Kobold S., Lajmi N., Meyer S., Bartels K., Hildebrandt Y., Luetkens T., Ihloff A.S., Kroger N., Bokemeyer C., Atanackovic D. An optimized assay for the enumeration of antigen-specific memory B cells in different compartments of the human body. J. Immunol. Methods, 2010, Vol. 358, no. 1-2, pp. 56-65.

10. Covens K., Verbinnen B., Geukens N., Meyts I., Schuit F., Van Lommel L., Jacquemin M., Bossuyt X. Characterization of proposed human B-1 cells reveals pre-plasmablast phenotype. Blood, 2013, Vol. 121, no. 26, pp. 5176-5183.

11. Ellebedy A.H., Jackson K.J., Kissick H.T., Nakaya H.I., Davis C.W., Roskin K.M., McElroy A.K., Oshansky C.M., Elbein R., Thomas S., Lyon G.M., Spiropoulou C.F., Mehta A.K., Thomas P.G., Boyd S.D., Ahmed R. Defining antigen-specific plasmablast and memory B cell subsets in blood following viral infection and vaccination of humans. Nat. Immunol., 2016, Vol. 17, no. 10, pp. 1226-1234.

12. Engel P., Boumsell L., Balderas R., Bensussan A., Gattei V., Horejsi V., Jin B.Q., Malavasi F., Mortari F., Schwartz-Albiez R., Stockinger H., van Zelm M.C., Zola H., Clark G. CD Nomenclature 2015: human leukocyte differentiation antigen workshops as a driving force in immunology. J. Immunol., 2015, Vol. 195, no. 10, pp. 4555-4563.

13. Fink K. Origin and function of circulating plasmablasts during acute viral infections. Front. Immunol., 2012, Vol. 3, no. 78, pp. 1-5.

14. Frölich D., Giesecke C., Mei H.E., Reiter K., Daridon C., Lipsky P.E., Dörner T. Secondary immunization generates clonally related antigen-specific plasma cells and memory B cells. J. Immunol., 2010, Vol. 185, no. 5, pp. 3103-3110.

15. Galson J.D., Pollard A.J., Trück J., Kelly D.F. Studying the antibody repertoire after vaccination: practical applications. Trends Immunol., 2014, Vol. 35, no. 7, pp. 319-331.

16. Georgiou G., Ippolito G.C., Beausang J., Busse C.E., Wardemann H., Quake S.R. The promise and challenge of high-throughput sequencing of the antibody repertoire. Nat. Biotechnol., 2014, Vol. 32, no. 2, pp. 158-168.

17. Kaminski D.A., Wei C., Qian Y., Rosenberg A.F., Sanz I. Advances in human B cell phenotypic profiling. Front. Immunol., 2012, Vol. 3, 302. doi: 10.3389/fimmu.2012.00302.

18. Khvastunova A.N., Kuznetsova S.A., Al-Radi L.S., Vylegzhanina A.V., Zakirova A.O., Fedyanina O.S., Filatov A.V., Vorobjev I.A., Ataullakhanov F. Anti-CD antibody microarray for human leukocyte morphology examination allows analyzing rare cell populations and suggesting preliminary diagnosis in leukemia. Sci. Rep., 2015, Vol. 5, no. 12573, pp. 1-13.

19. Kuri-Cervantes L., Pampena M.B., Meng W., Rosenfeld A.M., Ittner C.A.G., Weisman A.R., Agyekum R., Mathew D., Amy E., Baxter A.E., Vella L., Kuthuru O., Apostolidis S., Bershaw L., Dougherty J., Greenplate A.R., Pattekar A., Kim J., Han N., Gouma S., Weirick M.E., Arevalo C.P., Bolton M.J., Goodwin E.C., Anderson E.M., Hensley S.E., Jones T.K., Mangalmurti N.S., Prak E.T.L., Wherry E.J., Meyer N.J., Betts M.R. Immunologic perturbations in severe COVID-19/SARS-CoV-2 infection. bioRxiv, 2020, 101717. doi: 10.1101/2020.05.18.101717.

20. Lee F.E., Falsey A.R., Halliley J.L., Sanz I., Walsh E.E. Circulating antibody-secreting cells during acute respiratory syncytial virus infection in adults. J. Infect. Dis., 2010, Vol. 202, no. 11, pp. 1659-1666.

21. Leggat D.J., Khaskhely N.M., Iyer A.S., Mosakowski J., Thompson R.S., Weinandy J.D., Westerink M.A. Pneumococcal polysaccharide vaccination induces polysaccharide-specific B cells in adult peripheral blood expressing CD19+CD20+CD3- CD70- CD27+IgM+CD43+CD5+/- . Vaccine, 2013, Vol. 31, pp. 4632-4640.

22. Lin Z., Chiang N.Y., Chai N., Seshasayee D., Lee W.P., Balazs M., Nakamura G., Swem L.R. In vivo antigendriven plasmablast enrichment in combination with antigen-specific cell sorting to facilitate the isolation of rare monoclonal antibodies from human B cells. Nat. Protoc., 2014, Vol. 9, no. 7, pp. 1563-1577.

23. Lu D.R., Tan Y.C., Kongpachith S., Cai X., Stein E.A., Lindstrom T.M., Sokolove J., Robinson W.H. Identifying functional anti-Staphylococcus aureus antibodies by sequencing antibody repertoires of patient plasmablasts. Clin. Immunol., 2014, Vol. 152, no. 1-2, pp. 77-89.

24. Mahnke Y.D., Roederer M. Optimizing a multicolor immunophenotyping assay. Clin. Lab. Med., 2007, Vol. 27, pp. 469-485.

25. Meyer J.P., Adumeau P., Lewis J.S., Zeglis B.M. Click сhemistry and radiochemistry: the first 10 years. Bioconjug. Chem., 2016, Vol. 27, no. 12, pp. 2791-2807.

26. Nakamura G., Chai N., Park S., Chiang N., Lin Z., Chiu H., Fong R., Yan D., Kim J., Zhang J., Lee W.P., Estevez A., Coons M., Xu M., Lupardus P., Balazs M., Swem L.R. An in vivo human-plasmablast enrichment technique allows rapid identification of therapeutic influenza A antibodies. Cell Host Microbe, 2013, Vol. 14, no. 1, pp. 93-103.

27. Pallikkuth S., Pilakka Kanthikeel S., Silva S.Y., Fischl M., Pahwa R., Pahwa S. Upregulation of IL-21 receptor on B cells and IL-21 secretion distinguishes novel 2009 H1N1 vaccine responders from nonresponders among HIVinfected persons on combination antiretroviral therapy. J. Immunol., 2011, Vol. 186, no. 11, pp. 6173-6281.

28. Plotkin S.A. Correlates of protection induced by vaccination. Clin. Vaccine Immunol., 2010, Vol. 17, no. 7, pp. 1055-1065.

29. Robinson W.H. Sequencing the functional antibody repertoire – diagnostic and therapeutic discovery. Nat. Rev. Rheumatol., 2015, Vol. 11, no. 3, pp. 171-182.

30. Roederer M. Spectral compensation for flow cytometry: visualization artifacts, limitations, and caveats. Cytometry, 2001, Vol. 45, no. 3, pp. 194-205.

31. Simons B.C., Spradling P.R., Bruden D.J.T., Zanis C., Case S., Choromanski T.L., Apodaca M., Brogdon H.D., Dwyer G., Snowball M., Negus S., Bruce M.G., Morishima C., Knall C., McMahon B.J. A longitudinal hepatitis B vaccine cohort demonstrates long-lasting hepatitis B virus (HBV) cellular immunity despite loss of antibody against HBV surface antigen. J. Infect., 2016, Vol. 214, no. 2, pp. 273-280.

32. Smith K., Crowe S.R., Garman L., Guthridge C.J., Muther J.J., McKee E., Zheng N.Y., Farris A.D., Guthridge J.M., Wilson P.C., James J.A. Human monoclonal antibodies generated following vaccination with AVA provide neutralization by blocking furin cleavage but not by preventing oligomerization. Vaccine, 2012, Vol. 30, no. 28, pp. 4276-4283.

33. Smith K., Garman L., Wrammert J., Zheng N.Y., Capra J.D., Ahmed R., Wilson P.C. Rapid generation of fully human monoclonal antibodies specific to a vaccinating antigen. Nat. Protoc., 2009, Vol. 4, no. 3, pp. 372-384.

34. Stathopoulos P., Kumar A., Nowak R.J., O’Connor K.C. Autoantibody-producing plasmablasts after B cell depletion identified in muscle-specific kinase myasthenia gravis. JCI Insight, 2017, Vol. 2, no. 17, e94263. doi: 10.1172/jci.insight.94263.

35. Tian C., Chen Y., Liu Y., Wang S., Li Y., Wang G., Xia J., Zhao X. A., Huang R., Lu S., Wu C. Use of ELISpot assay to study HBs-specific B cell responses in vaccinated and HBV infected humans. Emerg. Microbes Infect., 2018, Vol. 7, no. 1, 16. doi: 10.1038/s41426-018-0034-0.

36. Vira S., Mekhedov E., Humphrey G., Blank P.S. Fluorescent-labeled antibodies: balancing functionality and degree of labeling. Anal. Biochem., 2010, Vol. 402, no. 2, pp. 146-150.

37. Wilson P.C., Andrews S.F. Tools to therapeutically harness the human antibody response. Nat. Rev. Immunol., 2012, Vol. 12, no. 10, pp. 709-719.


Дополнительные файлы

Для цитирования:


Бязрова М.Г., Топтыгина А.П., Митина Т.А., Филатов А.В. Стратегия гейтирования плазмобластов на примере иммунизации вакциной против гепатита В. Медицинская иммунология. 2020;22(6):1185-1194. https://doi.org/10.15789/1563-0625-GSF-2066

For citation:


Byazrova M.G., Toptygina A.P., Mitina T.A., Filatov A.V. Gating strategy for plasmablast enumeration after hepatitis B vaccination. Medical Immunology (Russia). 2020;22(6):1185-1194. (In Russ.) https://doi.org/10.15789/1563-0625-GSF-2066

Просмотров: 319


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1563-0625 (Print)
ISSN 2313-741X (Online)