МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ИЗМЕНЕНИЯ ТИМУСА И СОДЕРЖАНИЕ СУБПОПУЛЯЦИЙ ЛИМФОЦИТОВ В КРОВИ У САМОК КРЫС ВИСТАР С РАЗНОЙ УСТОЙЧИВОСТЬЮ К ГИПОКСИИ ПРИ СИСТЕМНОМ ВОСПАЛИТЕЛЬНОМ ОТВЕТЕ

Гипоксия и иммунные реакции тесно взаимосвязаны между собой на молекулярном, клеточном и организменном уровнях, а особи отличаются по устойчивости к недостатку кислорода. Животные с высокой и низкой устойчивостью к гипоксии имеют различные адаптационные возможности и предрасположенность к развитию воспалительных заболеваний. Данные об индивидуальных особенностях устойчивости самок лабораторных животных и лиц женского пола к гипоксии и ее взаимосвязи с реакциями иммунной системы как в норме, так и при воспалительных заболеваниях в литературе отсутствуют. Однако известно, что по сравнению с мужчинами у женщин и самок лабораторных животных реже развиваются и легче протекают острые инфекционно-воспалительные заболевания, что может определяться более высокой устойчивостью самок к гипоксии. Цель – выявить особенности морфофункциональных изменений тимуса и субпопуляционного состава лимфоцитов периферической крови при системном воспалительном ответе, индуцированном введением ЛПС, у самок крыс Вистар с разной устойчивостью к гипоксии.
Устойчивости к гипоксии половозрелых самок крыс Вистар определяли по времени жизни в вентилируемой барокамере «на высоте» 11 500 м. К высокоустойчивым к гипоксии относили крыс, время жизни которых составляло более 180 с, к низкоустойчивым – менее 20 с. Через месяц после определения устойчивости к гипоксии самкам в фазу диэструса внутрибрюшинно вводили липополисахарид E. coli О26:В6 в дозе 1,5 мг/кг. Животных выводили из эксперимента через сутки после введения ЛПС путем внутримышечного введения золетила в дозе 15 мг/кг. На препаратах тимуса оценивали объемную долю коркового и мозгового вещества, в печени определяли площадь некрозов, в легких подсчитывали число нейтрофилов в межальвеолярных перегородках. Определяли содержание в сыворотке крови кортикостерона, тестостерона, TGF-β. Проводили цитофлуориметрическую оценку относительного и абсолютного количества основных субпопуляций лимфоцитов в периферической крови. Оценивали число апоптотически гибнущих клеток тимуса. Для статистической обработкиполученных данных использовали программу Statistica 8.0, использовали критерии множественного сравнения Краскела–Уоллиса, Данна. Различия считали статистически значимыми при p < 0,05.
Как у высоко-, так и у низкоустойчивых к гипоксии самок развитие системного воспалительного ответа сопровождается умеренно выраженной акцидентальной инволюцией тимуса, апоптозом тимоцитов, увеличением абсолютного числа NK, повышением содержания тестостерона и кортикостерона. По сравнению с высокоустойчивыми у низкоустойчивых к гипоксии самок введение ЛПС приводит к более тяжелым проявлениям системного воспаления – выраженной воспалительной реакции в легких и высоким показателем площади некрозов в печени, что сопровождается увеличением числа регуляторных Т-лимфоцитов и Т-хелперов на фоне более выраженной акцидентальной инволюции тимуса и апоптотической гибели тимоцитов. У высокоустойчивых к гипоксии самок системные проявления воспаления менее выражены, что, по-видимому, связано с активацией миграции лимфоцитов из тимуса и крови в очаг воспаления и развитием более эффективного иммунного ответа. Вывод: иммунные реакции при системном воспалительном ответе, индуцированном ЛПС, у самок крыс Вистар зависят от устойчивости их к гипоксии, что необходимо использовать для разработки подходов к персонализированной терапии инфекционно-воспалительных заболеваний у лиц женского пола. 

1. Аврущенко М.Ш., Острова И.В., Гречко А.В. Гендерные особенности постреанимационных изменений экспрессии мозгового нейротрофического фактора (BDNF) // Общая реаниматология, 2017. Т. 13, № 5. С. 44-57.

2. Гао Ю., Постовалова Е.А., Добрынина М.Т., Макарова О.В. Половые различия морфологических изменений и иммунных нарушений при экспериментальном остром язвенном колите // Клиническая и экспериментальная морфология, 2016. Т. 17, № 1. С. 37-43.

3. Джалилова Д.Ш., Диатроптов М.Е., Цветков И.С., Макарова О.В., Кузнецов С.Л. Экспрессия генов hif-1a, nf-kb и vegf в печени и содержание HIF-1a, эритропоэтина, VEGF, TGF-β, 8-изопростана и кортикостерона в сыворотке крови высокоустойчивых и низкоустойчивых к гипоксии крыс Вистар // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2018. Т. 165, № 6. С. 742-747.

4. Кирова Ю.И., Германова Э.Л., Лукьянова Л.Д. Фенотипические особенности динамики содержания HIF-1α в неокортексе крыс при различных режимах гипоксии // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2012. Т. 154, № 12. С. 681-686.

5. Косырева А.М., Симонова Е.Ю., Макарова О.В. Половые различия реакции иммунной системы и легких при экспериментальном остром эндотоксикозе // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2012. Т. 153, № 3. С. 318-321.

6. Косырева А.М., Диатроптов М.Е. Морфологические проявления системного воспалительного ответа в печени и легких крыс Вистар в разные фазы эстрального цикла // Иммунология, 2013. Т. 34, № 2. С. 111- 114.

7. Лукьянова Л.Д., Кирова Ю.И. (2011) Влияние гипоксического прекондиционирования на свободнорадикальные процессы в тканях крыс с различной толерантностью к гипоксии // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2011. Т. 151, № 3. С. 263-268.

8. Писарев В.Б., Богомолова Н.В., Новочадов В.В. Бактериальный эндотоксикоз: взгляд патолога. Волгоград, 2008. 308 c.

9. Ceyran A.B., Şenol S., Güzelmeriç F., Tunçer E., Tongut A., Özbek B., Şavluk O., Aydın A., Ceyran H. Effects of hypoxia and its relationship with apoptosis, stem cells, and angiogenesis on the thymus of children with congenital heart defects: a morphological and immunohistochemical study. Int. J. Clin. Exp. Pathol., 2015, Vol. 8, no. 7, pp. 8038-8047.

10. Clambey E.T., McNamee E.N., Westrich J.A., Glover L.E., Campbell E.L., Jedlicka P., de Zoeten E.F., Cambier J.C., Stenmark K.R., Colgan S.P., Eltzschig H.K. Hypoxia-inducible factor-1-dependent induction of FoxP3 drives regulatory T-cell abundance and function during inflammatory hypoxia of the mucosa. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2012, Vol. 109, pp. E2784-E2793.

11. Cinel I., Opal S.M. Molecular biology of inflammation and sepsis: a primer. Crit. Care Med., 2009, Vol. 37, no. 1, pp. 291-304.

12. Cummins E.P., Berra E., Comerford K.M., Ginouves A., Fitzgerald K.T., Seeballuck F., Godson C., Nielsen J.E., Moynagh P., Pouyssegur J., Taylor C.T. Prolyl hydroxylase-1 negatively regulates IkappaB kinase-beta, giving insight into hypoxia-induced NFkappaB activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006, Vol. 103, no. 48, pp. 18154-18159.

13. Jain K., Suryakumar G., Prasad R., Ganju L. Upregulation of cytoprotective defense mechanisms and hypoxia-responsive proteins imparts tolerance to acute hypobaric hypoxia. High Alt. Med. Biol., 2013, Vol. 14, no. 1, pp. 65-77.

14. Kiers H.D., Scheffer G.J., van der Hoeven J.G., Eltzschig H.K., Pickkers P., Kox M. Immunologic consequences of hypoxia during critical illness. Anesthesiology, 2016, Vol. 125, no. 1, pp. 237-249.

15. Krzywinska E., Stockmann C. Hypoxia, Metabolism and immune cell function. Biomedicines, 2018, Vol. 6, no. 2, p. 56.

16. Kubiczkova L., Sedlarikova L., Hajek R., Sevcikova S. TGF-β – an excellent servant but a bad master. J. Transl. Med., 2012, Vol. 10, p. 183.

17. Oliver K.M., Taylor C.T., Cummins E.P. Hypoxia. Regulation of NFkappaB signalling during inflammation: the role of hydroxylases. Arthritis Res. Ther., 2009, Vol. 11, no. 1, p. 215.

18. Peyssonnaux C., Cejudo-Martin P., Doedens A., Zinkernagel A.S., Johnson R.S., Nizet V. Cutting edge: Essential role of hypoxia inducible factor-1alpha in development of lipopolysaccharide-induced sepsis. J. Immunol., 2007, Vol. 178, no. 12, pp. 7516-7519.

19. Rubtsov Y.P., Rasmussen J.P., Chi E.Y., Fontenot J., Castelli L., Ye X., Treuting P., Siewe L., Roers A., Henderson W.R., Muller W., Rudensky A.Y. Regulatory T cell-derived interleukin-10 limits inflammation at environmental interfaces. Immunity, 2008, Vol. 28, no. 4, pp. 546-558.

20. Sceneay J., Chow M.T., Chen A., Halse H.M., Wong C.S.F., Andrews D.M., Sloan E.K., Parker B.S., Bowtell D.D., Smyth M.J., Möller A. Primary tumor hypoxia recruits CD11b+/Ly6Cmed/Ly6G+ immune suppressor cells and compromises NK cell cytotoxicity in the premetastatic niche. Cancer Res., 2012, Vol. 72, no. 16, pp. 3906- 3911.

21. Shalova I.N., Lim J.Y., Chittezhath M., Zinkernagel A.S., Beasley F., Hernández-Jiménez E., Toledano V., Cubillos-Zapata C., Rapisarda A., Chen J., Duan K., Yang H., Poidinger M., Melillo G., Nizet V., Arnalich F., López-Collazo E., Biswas S.K. Human monocytes undergo functional re-programming during sepsis mediated by hypoxiainducible factor-1α. Immunity, 2015, Vol. 42, no. 3, pp. 484-498.

22. Tatura R., Zeschnigk M., Adamzik M., Probst-Kepper M., Buer J., Kehrmann J. Quantification of regulatory T cells in septic patients by real-time PCR-based methylation assay and flow cytometry. PLoS ONE, 2012, Vol. 7, e49962. doi: 10.1371/journal.pone.0049962.

23. Tatura R., Zeschnigk M., Hansen W., Steinmann J., Vidigal P.G., Hutzler M., Pastille E., Westendorf A.M., Buer J., Kehrmann J. Relevance of Foxp3+ regulatory T cells for early and late phases of murine sepsis. Immunology,

24. , Vol. 146, no. 1, pp. 144-156.

25. Vázquez-Martínez E.R., García-Gómez E., Camacho-Arroyo I., González-Pedrajo B. Sexual dimorphism in bacterial infections. Biol. Sex Differ., 2018, Vol. 9, no. 1, p. 27.

26. Venet F., Chung C.S., Kherouf H., Geeraert A., Malcus C., Poitevin F., Bohe J., Lepape A., Avala A., Monneret G. Increased circulating regulatory T cells (CD4+ CD25+ CD127-) contribute to lymphocyte anergy in septic shock patients. Intensive Care Med., 2009, Vol. 35, no. 4, pp. 678-686.

27. Yang L., Pang Y., Moses H.L. TGF-beta and immune cells: an important regulatory axis in the tumor microenvironment and progression. Trends Immunol., 2010, Vol. 31, pp. 220-227.