ИЗМЕНЕНИЯ СУБПОПУЛЯЦИОННОГО СОСТАВА CD8+ Т-ЛИМФОЦИТОВ В ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ПАЦИЕНТОВ С ХРОНИЧЕСКИМ САРКОИДОЗОМ ЛЕГКИХ

Резюме

Саркоидоз это системное иммунноопосредованное гранулематозное заболевание неизвестной по настоящее время этиологии, характеризующееся инфильтрацией тканей макрофагами и лимфоцитами, включая CD8+ Т-лимфоциты, и сопутствующим образованием неказеозных гранулем. Целью исследования являлось изучение различных субпопуляций CD8+ Т-клеток в периферической крови больных хроническим течением саркоидоза органов дыхания с применением маркеров созревания, «поляризации», дифференцировки и миграции Т-лимфоцитов. Образцы периферической венозной крови были получены от 34 пациентов с впервые выявленным хроническим саркоидозом органов дыхания на фоне естественного течения без применения иммуносупрессивной терапии. Диагноз саркоидоза был установлен на основе комплексного клинико-лучевого исследования и подтвержден гистологически у 94,12% пациентов. В качестве контрольной группы использовалась периферическая венозная кровь условно-здоровых доноров (n=40), сопоставимых по полу и возрасту с пациентами с легочным саркоидозом. С применением многоцветной проточной цитометрии было показано, что саркоидозе снижалось как относительное, так и абсолютное содержание CD45RA+CD62L+ «наивных» CD8+ Т-клеток и CD45RA–CD62L+ CD8+ Т-клеток центральной памяти относительно значений группы контроля, а также ЕМ1 клеток (CD45RA–CD62L–CD27+CD28+) и пре-эффекторов 1 типа (CD45RA+CD62L–CD27+CD28+). В ходе последующих исследований по экспрессии CXCR3 и CCR6 CD8+ Т-клеток были разделены на Tc1 (CCR6–CXCR3+), Tc2 (CCR6–CXCR3–), Tc17 (CCR6+CXCR3–) и «дважды-позитивные» Tc17.1 (CCR6+CXCR3+). В случае субпопуляций CD8+ Т-клеток, способных к экспрессии CXCR3 (Tc1 и Tc17.1), нами были отмечены достоверные снижения как относительного, так и абсолютного содержания этих клеток у пациентов с саркоидозом относительно значений условно здорово контроля. На фоне снижения Tc1 клеток нами было отмечено увеличение доли Тс2 клеток в периферической крови пациентов с саркоидозом. Более того, при саркоидозе относительное содержание Tc1 клеток находилось в обратной зависимости от уровня АПФ в сыворотке крови (r=–0,456 при р=0,010), а по мере роста АПФ в сыворотке крови больных отмечалось повышение доли Тс2 клеток (r=0,623 при р<0,001). Таким образом, полученные нами результаты указывают на то, что CD8+ Т-лимфоциты могут играть роль в патогенеза саркоидоза. Для дальнейшей систематизации полученных данных требуются более расширенные клинико-иммунологические сопоставления.

1. Лазарева Н.М., Баранова О.П., Кудрявцев И.В., Арсентьева Н.А., Любимова Н.Е., Сесь Т.П., Илькович М.М., Тотолян А.А. Особенности цитокинового профиля при саркоидозе. Медицинская иммунология, 2020, Т. 22, № 5, С. 993-1002. Lazareva N.M., Baranova O.P., Kudryavtsev I.V., Arsentieva N.A., Liubimova N.E., Ses’ T.P., Ilkovich M.M., Totolian A.A. Features of cytokine profile in patients with sarcoidosis. Medical Immunology (Russia), 2020, Vol. 22, no. 5, pp. 993-1002 (In Russ.) https://doi.org/10.15789/1563-0625-FOC-2064

2. Лазарева Н.М., Баранова О.П., Кудрявцев И.В., Арсентьева Н.А., Любимова Н.Е., Сесь Т.П., Илькович М.М., Тотолян А.А. Лиганды хемокинового рецептора CXCR3 при саркоидозе. Медицинская иммунология, 2021, Т. 23, № 1, С. 73-86. Lazareva N.M., Baranova O.P., Kudryavtsev I.V., Arsentieva N.A., Liubimova N.E., Ses’ T.P., Ilkovich M.M., Totolian A.A. CXCR3 chemokine receptor ligands in sarcoidosis. Medical Immunology (Russia), 2021, Vol. 23, no. 1, pp. 73-86 (In Russ.) https://doi.org/10.15789/1563-0625-CCR-2181

3. Чучалин А.Г., Авдеев С.Н., Айсанов З.Р., Баранова О.П., Борисов С.Е., Геппе Н.А., Визель А.А., Визель И.Ю., Зайцев А.А., Кравченко Н.Ю., Илькович М.М., Ловачева О.В., Малахов А.Б., Малявин А.Г., Петров Д.В., Романов В.В., Сивокозов И.В., Самсонова М.В., Соловьева И.П., Степанян И.Э., Терпигорев С.А., Тюрин И.Е., Французевич Л.Я., Черняев А.Л., Шмелев Е.И., Шмелева Н.М. Саркоидоз: федеральные клинические рекомендации по диагностике и лечению. Пульмонология, 2022, Т. 32, № 6, С. 806–833. Chuchalin A.G., Avdeev S.N., Aisanov Z.R., Baranova O.P., Borisov S.E., Geppe N.A., Vizel’ A.A., Vizel’ I.Yu., Zaicev A.A., Kravchenko N.Y., Ilkovich M.M., Lovacheva O.V., Malakhov A.B., Malyavin A.G., Petrov D.V., Romanov V.V., Sivokozov I.V., Samsonova M.V., Solovieva I.P., Stepanyan I.E., Terpigorev S.A., Tyurin I.E., Frantsuzevich L.Ya., Chernyaev A.L., Shmelev E.I., Shmeleva N.M. Sarcoidosis: federal clinical guidelines for diagnosis and treatment. Pulmonologiya, 2022, Vol. 32, no. 6, pp. 806-833 (In Russ.) https://doi.org/10.18093/0869-0189-2022-32-6-806-833

4. Agostini C., Cassatella M., Zambello R., Trentin L., Gasperini S., Perin A., Piazza F., Siviero M., Facco M., Dziejman M., Chilosi M., Qin S., Luster A.D., Semenzato G. Involvement of the IP-10 chemokine in sarcoid granulomatous reactions. J Immunol., 1998, Vol. 161, no. 11, pp. 6413-6420. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/9834133/

5. Alduenda J.L., Choreño-Parra J.A., Medina-Quero K., Zúñiga J., Chávez-Galán L. Leukocytes from patients with drug-sensitive and multidrug-resistant tuberculosis exhibit distinctive profiles of chemokine receptor expression and migration capacity. J Immunol Res., 2021, Vol. 2021, pp. 6654220. doi: 10.1155/2021/6654220

6. Amber K.T., Bloom R., Mrowietz U., Hertl M. TNF-α: a treatment target or cause of sarcoidosis? J Eur Acad Dermatol Venereol., 2015, Vol. 29, pp. 2104-2111. doi: 10.1111/jdv.13246

7. Annunziato F., Romagnani C., Romagnani S. The 3 major types of innate and adaptive cell-mediated effector immunity. J Allergy Clin Immunol., 2015, Vol. 135, pp. 626-635. doi: 10.1016/j.jaci.2014.11.001

8. Antoniou K.M., Tsiligianni I., Kyriakou D., Tzanakis N., Tzouvelekis A., Siafakas N.M., Bouros D. Perforin down-regulation and adhesion molecules activation in pulmonary sarcoidosis: an induced sputum and BAL study. Chest, 2006, Vol. 129, pp. 1592-1598. doi: 10.1378/chest.129.6.1592

9. Arger N.K., Ho M.E., Allen I.E., Benn B.S., Woodruff P.G., Koth L.L. CXCL9 and CXCL10 are differentially associated with systemic organ involvement and pulmonary disease severity in sarcoidosis. Respir Med., 2020, Vol. 161, pp. 105822. doi: 10.1016/j.rmed.2019.105822

10. Baughman R.P., Valeyre D., Korsten P., Mathioudakis A.G., Wuyts W.A., Wells A., Rottoli P., Nunes H., Lower E.E., Judson M.A., Israel-Biet D., Grutters J.C., Drent M., Culver D.A., Bonella F., Antoniou K., Martone F., Quadder B., Spitzer G., Nagavci B., Tonia T., Rigau D., Ouellette D.R. ERS clinical practice guidelines on treatment of sarcoidosis. Eur Respir J., 2021, Vol. 58, pp. 2004079. doi: 10.1183/13993003.04079-2020

11. Calender A., Weichhart T., Valeyre D., Pacheco Y. Current Insights in Genetics of Sarcoidosis: Functional and Clinical Impacts. J Clin Med., 2020, Vol. 9, pp. 2633. doi: 10.3390/jcm9082633

12. Chan W.L., Pejnovic N., Lee C.A., Al-Ali N.A. Human IL-18 receptor and ST2L are stable and selective markers for the respective type 1 and type 2 circulating lymphocytes. J Immunol., 2001, Vol. 167, no. 3, pp. 1238-1244. doi: 10.4049/jimmunol.167.3.1238

13. Chen C., Luo N., Dai F., Zhou W., Wu X., Zhang J. Advance in pathogenesis of sarcoidosis: Triggers and progression. Heliyon, 2024, Vol. 10, no. 5, pp. e27612. doi: 10.1016/j.heliyon.2024.e27612

14. Crouser E.D., Maier L.A., Wilson K.C., Bonham C.A., Morgenthau A.S., Patterson K.C., Abston E., Bernstein R.C., Blankstein R., Chen E.S., Culver D.A., Drake W., Drent M., Gerke A.K., Ghobrial M., Govender P., Hamzeh N., James W.E., Judson M.A., Kellermeyer L., Knight S., Koth L.L., Poletti V., Raman S.V., Tukey M.H., Westney G.E., Baughman R.P. Diagnosis and Detection of Sarcoidosis. An Official American Thoracic Society Clinical Practice Guideline. Am J Respir Crit Care Med., 2020, Vol. 201, no. 8, pp. e26-e51. doi: 10.1164/rccm.202002-0251ST

15. d'Alessandro M., Bergantini L., Cameli P., Mezzasalma F., Refini R.M., Pieroni M., Sestini P., Bargagli E. Adaptive immune system in pulmonary sarcoidosis – Comparison of peripheral and alveolar biomarkers. Clin Exp Immunol., 2021, Vol. 205, no. 3, pp. 406-416. doi: 10.1111/cei.13635

16. Della Zoppa M., Bertuccio F.R., Campo I., Tousa F., Crescenzi M., Lettieri S., Mariani F., Corsico A.G., Piloni D., Stella G.M. Phenotypes and serum biomarkers in sarcoidosis. Diagnostics (Basel). 2024, Vol. 14, no. 7, pp. 709. doi: 10.3390/diagnostics14070709

17. Esendagli D., Koksal D., Emri S. Recovery of pulmonary and skin lesions of sarcoidosis after thymectomy. Acta Clin Belg., 2016, Vol. 71, no. 6, pp. 441-443. doi:10.1080/17843286.2016.1152671

18. Facco M., Baesso I., Miorin M., Bortoli M., Cabrelle A., Boscaro E., Gurrieri C., Trentin L., Zambello R., Calabrese F., Cassatella M.A., Semenzato G., Agostini C. Expression and role of CCR6/CCL20 chemokine axis in pulmonary sarcoidosis. J Leukoc Biol., 2007, Vol. 82, no. 4, pp. 946-955. doi: 10.1189/jlb.0307133

19. Garman L., Pelikan R.C., Rasmussen A., Lareau C.A., Savoy K.A., Deshmukh U.S., Bagavant H., Levin A.M., Daouk S., Drake W.P., Montgomery C.G. Single cell transcriptomics implicate novel monocyte and T cell immune dysregulation in sarcoidosis. Front Immunol., 2020, Vol. 11, pp. 567342. doi: 10.3389/fimmu.2020.567342

20. Hato T., Yamaguchi M., Sugiyama A., Aoki K., Inoue Y., Fukuda H., Gika M., Higashi M., Nakayama M. Hatched "egg" of thymoma with sarcoidosis. World J Surg Oncol., 2019, Vol. 17, no. 1, pp. 151. doi: 10.1186/s12957-019-1696-3

21. Hauber H.P., Gholami D., Meyer A., Pforte A. Increased interleukin-13 expression in patients with sarcoidosis. Thorax, 2003, Vol. 58, no. 6, pp. 519-524. doi: 10.1136/thorax.58.6.519

22. Kamphuis L.S., van Zelm M.C., Lam K.H., Rimmelzwaan G.F., Baarsma G.S., Dik W.A., Thio H.B., van Daele P.L., van Velthoven M.E., Batstra M.R., van Hagen P.M., van Laar J.A. Perigranuloma localization and abnormal maturation of B cells: emerging key players in sarcoidosis? Am J Respir Crit Care Med., 2013, Vol. 187, no. 4, pp. 406-416. doi: 10.1164/rccm.201206-1024OC

23. Kishore A., Petrek M. Next-Generation Sequencing Based HLA Typing: Deciphering Immunogenetic Aspects of Sarcoidosis. Front Genet., 2018, Vol. 9, pp. 503. doi: 10.3389/fgene.2018.00503

24. Koh C.H., Lee S., Kwak M., Kim B.S., Chung Y. CD8 T-cell subsets: heterogeneity, functions, and therapeutic potential. Exp Mol Med., 2023, Vol. 55, no. 11, pp. 2287-2299. doi: 10.1038/s12276-023-01105-x

25. Krausgruber T., Redl A., Barreca D., Doberer K., Romanovskaia D., Dobnikar L., Guarini M., Unterluggauer L., Kleissl L., Atzmüller D., Mayerhofer C., Kopf A., Saluzzo S., Lim C.X., Rexie P., Weichhart T., Bock C., Stary G. Single-cell and spatial transcriptomics reveal aberrant lymphoid developmental programs driving granuloma formation. Immunity, 2023, Vol. 56, no. 2, pp. 289-306.e7. doi: 10.1016/j.immuni.2023.01.014

26. Kudryavtsev I., Benevolenskaya S., Serebriakova M., Grigor'yeva I., Kuvardin E., Rubinstein A., Golovkin A., Kalinina O., Zaikova E., Lapin S., Maslyanskiy A. Circulating CD8+ T Cell Subsets in Primary Sjögren's Syndrome. Biomedicines, 2023, Vol. 11, no. 10, pp. 2778. doi: 10.3390/biomedicines11102778

27. Kudryavtsev I., Zinchenko Y., Serebriakova M., Akisheva T., Rubinstein A., Savchenko A., Borisov A., Belenjuk V., Malkova A., Yablonskiy P., Kudlay D., Starshinova A. A Key Role of CD8+ T Cells in Controlling of Tuberculosis Infection. Diagnostics (Basel), 2023, Vol. 13, no. 18, pp. 2961. doi: 10.3390/diagnostics13182961

28. Kudryavtsev I.V., Arsentieva N.A., Korobova Z.R., Isakov D.V., Rubinstein A.A., Batsunov O.K., Khamitova I.V., Kuznetsova R.N., Savin T.V., Akisheva T.V., Stanevich O.V., Lebedeva A.A., Vorobyov E.A., Vorobyova S.V., Kulikov A.N., Sharapova M.A., Pevtsov D.E., Totolian A.A. Heterogenous CD8+ T Cell Maturation and 'Polarization' in Acute and Convalescent COVID-19 Patients. Viruses, 2022, Vol. 14, no. 9, pp. 1906. doi: 10.3390/v14091906

29. Kumaresan P.R., da Silva T.A., Kontoyiannis D.P. Methods of Controlling Invasive Fungal Infections Using CD8+ T Cells. Front Immunol., 2018, Vol. 8, pp. 1939. doi:10.3389/fimmu.2017.01939

30. Kurukumbi M., Weir R.L., Kalyanam J., Nasim M., Jayam-Trouth A. Rare association of thymoma, myasthenia gravis and sarcoidosis : a case report. J Med Case Rep., 2008, Vol. 2, pp. 245. doi:10.1186/1752-1947-2-245

31. Lazareva N.M., Kudryavtsev I.V., Baranova O.P., Isakov D.V., Serebriakova M.K., Bazhanov A.A., Arsentieva N.A., Liubimova N.E., Ses’ T.P., Ilkovich M.M., Totolian A.A. Sarcoidosis clinical picture governs alterations in type 17 T helper cell subset composition and cytokine profile. Medical Immunology (Russia), 2023, Vol. 25, no. 5, pp. 1049-1058. https://doi.org/10.15789/1563-0625-SCP-2694

32. Levin A.M., Iannuzzi M.C., Montgomery C.G., Trudeau S., Datta I., McKeigue P., Fischer A., Nebel A., Rybicki B.A. Association of ANXA11 genetic variation with sarcoidosis in African Americans and European Americans. Genes Immun., 2013, Vol. 14, no. 1, pp. 13-18. doi: 10.1038/gene.2012.48

33. Locke L.W., Crouser E.D., White P., Julian M.W., Caceres E.G., Papp A.C., Le V.T., Sadee W., Schlesinger L.S. IL-13-regulated macrophage polarization during granuloma formation in an in vitro human sarcoidosis model. Am J Respir Cell Mol Biol., 2019, Vol. 60, pp. 84-95. doi: 10.1165/rcmb.2018-0053OC

34. Loyal L., Warth S., Jürchott K., Mölder F., Nikolaou C., Babel N., Nienen M., Durlanik S., Stark R., Kruse B., Frentsch M., Sabat R., Wolk K., Thiel A. SLAMF7 and IL-6R define distinct cytotoxic versus helper memory CD8+ T cells. Nat Commun., 2020, Vol. 11, pp. 6357. doi: 10.1038/s41467-020-19002-6

35. Melani A.S., Simona A., Armati M., d'Alessandro M., Bargagli E. A comprehensive review of sarcoidosis diagnosis and monitoring for the pulmonologist. Pulm Ther., 2021, Vol. 7, no. 2, pp. 309-324. doi: 10.1007/s41030-021-00161-w

36. Miedema J.R., Kaiser Y., Broos C.E., Wijsenbeek M.S., Grunewald J., Kool M. Th17-lineage cells in pulmonary sarcoidosis and Löfgren's syndrome: Friend or foe? J Autoimmun., 2018, Vol. 87, pp. 82-96. doi: 10.1016/j.jaut.2017.12.012

37. Mittrücker H.W., Visekruna A., Huber M. Heterogeneity in the differentiation and function of CD8+ T cells. Arch Immunol Ther Exp (Warsz)., 2014, Vol. 62, pp. 449-458. doi: 10.1007/s00005-014-0293-y

38. Morar R., Duarte R., Wadee A.A., Feldman C. HLA class I and class II antigens in sarcoidosis. S Afr Med J., 2022, Vol. 112, pp. 904-910. doi: 10.7196/SAMJ.2022.v112i12.16586

39. Parasa V.R., Forsslund H., Enger T., Lorenz D., Kullberg S., Eklund A., Sköld M., Wahlström J., Grunewald J., Brighenti S. Enhanced CD8+ cytolytic T cell responses in the peripheral circulation of patients with sarcoidosis and non-Löfgren's disease. Respir Med., 2018, Vol. 138S, pp. S38-S44. doi: 10.1016/j.rmed.2017.10.006

40. Patterson K.C., Franek B.S., Müller-Quernheim J., Sperling A.I., Sweiss N.J., Niewold T.B. Circulating cytokines in sarcoidosis: phenotype-specific alterations for fibrotic and non-fibrotic pulmonary disease. Cytokine, 2013, Vol. 61, pp. 906-911. doi: 10.1016/j.cyto.2012.12.016

41. Piotrowski W.J., Młynarski W., Fendler W., Wyka K., Marczak J., Górski P., Antczak A. Chemokine receptor CXCR3 ligands in bronchoalveolar lavage fluid: associations with radiological pattern, clinical course, and prognosis in sarcoidosis. Pol Arch Med Wewn., 2014, Vol. 124, no. 7-8, pp. 395-402 doi: 10.20452/pamw.2349

42. Qin S., Chen R., Jiang Y., Zhu H., Chen L., Chen Y., Shen M., Lin X. Multifunctional T cell response in active pulmonary tuberculosis patients. Int Immunopharmacol., 2021, Vol. 99, pp. 107898. doi: 10.1016/j.intimp.2021.107898

43. Ramstein J., Broos C.E., Simpson L.J., Ansel K.M., Sun S.A., Ho M.E., Woodruff P.G., Bhakta N.R., Christian L., Nguyen C.P., Antalek B.J., Benn B.S., Hendriks R.W., van den Blink B., Kool M., Koth L.L. IFN-γ-producing T-helper 17.1 cells are increased in sarcoidosis and are more prevalent than T-helper type 1 cells. Am J Respir Crit Care Med., 2016, Vol. 193, no. 11, pp. 1281-1291. doi: 10.1164/rccm.201507-1499OC

44. Romero P., Zippelius A., Kurth I., Pittet M.J., Touvrey C., Iancu E.M., Corthesy P., Devevre E., Speiser D.E., Rufer N. Four functionally distinct populations of human effector-memory CD8+ T lymphocytes. J Immunol., 2007, Vol. 178, no. 7, pp. 4112-4119. doi: 10.4049/jimmunol.178.7.4112

45. Rubinstein A., Kudryavtsev I., Arsentieva N., Korobova Z.R., Isakov D., Totolian A.A. CXCR3-Expressing T Cells in Infections and Autoimmunity. Front Biosci (Landmark Ed), 2024, Vol. 29, no. 8, pp. 301. doi:10.31083/j.fbl2908301

46. Rufer N., Zippelius A., Batard P., Pittet M.J., Kurth I., Corthesy P., Cerottini J.C., Leyvraz S., Roosnek E., Nabholz M., Romero P. Ex vivo characterization of human CD8+ T subsets with distinct replicative history and partial effector functions. Blood, 2003, Vol. 102, no. 5, pp. 1779-1787. doi: 10.1182/blood-2003-02-0420

47. Sakthivel P., Bruder D. Mechanism of granuloma formation in sarcoidosis. Curr Opin Hematol., 2017, Vol. 24, no. 1, pp. 59-65. doi: 10.1097/MOH.0000000000000301

48. Shamaei M., Mortaz E., Pourabdollah M., Garssen J., Tabarsi P., Velayati A., Adcock I.M. Evidence for M2 macrophages in granulomas from pulmonary sarcoidosis: A new aspect of macrophage heterogeneity. Hum Immunol., 2018, Vol. 79, no. 1, pp. 63-69. doi: 10.1016/j.humimm.2017.10.009

49. She Y.X., Yu Q.Y., Tang X.X. Role of interleukins in the pathogenesis of pulmonary fibrosis. Cell Death Discov., 2021, Vol. 7, no. 1, pp. 52. doi: 10.1038/s41420-021-00437-9

50. Starshinova A., Borozinets A., Kulpina A., Sereda V., Rubinstein A., Kudryavtsev I., Kudlay D. Bronchial Asthma and COVID-19: etiology, pathological triggers, and therapeutic considerations. Pathophysiology, 2024, Vol. 31, no. 2, pp. 269-287. doi: 10.3390/pathophysiology31020020

51. Starshinova A.A., Malkova A.M., Basantsova N.Y., Zinchenko Y.S., Kudryavtsev I.V., Ershov G.A., Soprun L.A., Mayevskaya V.A., Churilov L.P., Yablonskiy P.K. Sarcoidosis as an Autoimmune Disease. Front Immunol., 2020, Vol. 10, pp. 2933. doi: 10.3389/fimmu.2019.02933

52. Ten Berge B., Paats M.S., Bergen I.M., van den Blink B., Hoogsteden H.C., Lambrecht B.N., Hendriks R.W., Kleinjan A. Increased IL-17A expression in granulomas and in circulating memory T cells in sarcoidosis. Rheumatology (Oxford), 2012, Vol. 51, no. 1, pp. 37-46. doi: 10.1093/rheumatology/ker316

53. Terao I., Hashimoto S., Horie T. Effect of GM-CSF on TNF-alpha and IL-1-beta production by alveolar macrophages and peripheral blood monocytes from patients with sarcoidosis. Int Arch Allergy Immunol., 1993, Vol. 102, no. 3, pp. 242-248. doi: 10.1159/000236532

54. Tøndell A., Moen T., Børset M., Salvesen Ø., Rø A.D., Sue-Chu M. Bronchoalveolar lavage fluid IFN-γ+ Th17 cells and regulatory T cells in pulmonary sarcoidosis. Mediators Inflamm., 2014, Vol. 2014, pp. 438070. doi: 10.1155/2014/438070

55. Valeyre D., Bernaudin J.F., Brauner M., Nunes H., Jeny F. Infectious Complications of Pulmonary Sarcoidosis. J Clin Med., 2024, Vol. 13, no. 2, pp. 342. doi: 10.3390/jcm13020342

56. van der Ploeg E.K., Krabbendam L., Vroman H., van Nimwegen M., de Bruijn M.J.W., de Boer G.M., Bergen I.M., Kool M., Tramper-Standers G.A., Braunstahl G.J., Huylebroeck D., Hendriks R.W., Stadhouders R. Type-2 CD8+ T-cell formation relies on interleukin-33 and is linked to asthma exacerbations. Nat Commun., 2023, Vol. 14, pp. 5137. doi: 10.1038/s41467-023-40820-x.

57. Welsh K.J., Risin S.A., Actor J.K., Hunter R.L. Immunopathology of postprimary tuberculosis: increased T-regulatory cells and DEC-205-positive foamy macrophages in cavitary lesions. Clin Dev Immunol., 2011, Vol. 2011, pp. 307631. doi:10.1155/2011/307631

58. Zhang H., Costabel U., Dai H. The Role of Diverse Immune Cells in Sarcoidosis. Front Immunol., 2021, Vol. 12, pp. 788502. doi: 10.3389/fimmu.2021.788502