ОСНОВНЫЕ И МАЛЫЕ ПОПУЛЯЦИИ ЛИМФОЦИТОВ ПЕРЕФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ЧЕЛОВЕКА И ИХ НОРМАТИВНЫЕ ЗНАЧЕНИЯ (МЕТОДОМ МНОГОЦВЕТНОГО ЦИТОМЕТРИЧЕСКОГО АНАЛИЗА)

Резюме. В настоящее время определение субпопуляционного состава и фенотипа лимфоцитов является важным диагностическим признаком для выяснения нарушений связанных с функционированием иммунной системы. Однако информация, извлекаемая в результате анализа только основных популяций лимфоцитов периферической крови, является недостаточной. Для целей диагностики более важным представляется информация о наличии малых субпопуляций лимфоцитов и активированных пулов клеток.

Проведенные исследования субпопуляционного состава клеток периферической крови условно здоровых доноров в различных регионах России позволили определить интервалы распределения содержания как основных, так и малых субпопуляций клеток иммунной системы человека. Сравнение полученных результатов с литературными данными, опубликованными в зарубежной литературе, свидетельствуют о близости референтных интервалов распределения основных субпопуляций клеток иммунной системы условно здоровых доноров вне зависимости от места проживания.

Результатом данной работы стала разработка алгоритмов цитометрических исследований и формирование комбинаций моноклональных антител, позволяющих оценить как все основные популяции лимфоцитов, так и их минорные субпопуляции, участвующие в развитии иммунного ответа. Были определены интервалы распределения таких минорных субпопуляций, как В1- и В2-лимфоцитов, В-клеток памяти, γδ- и αβT-клеток, регуляторных и нативных Т-клеток, цитотоксической и секретирующей популяций NK-клеток.

Поскольку данное исследование проводили с использованием периферической крови условно здоровых доноров, результаты его могут лечь в основу нормативных показателей субпопуляционного состава клеток иммунной системы.

проточная цитометрия, иммунофенотипирование, Т-лимфоциты, В-клетки, NK-клетки

1. Тотолян Арег А., Балдуева И.А., Бубнова Л.Н., Закревская А.В., Зуева Е.Е., Калинина Н.М., Лисицина З.Н. Стандартизация методов иммунофенотипирования клеток крови и костного мозга человека // Медицинская иммунология. – 1999. – Т. 1, № 5. – С. 21-43.

2. Хайдуков С.В. Подходы к стандартизации метода проточной цитометрии для иммунофенотипирования. Настройка цитометров и подготовка протоколов для анализа // Медицинская иммунология. – 2007. – Т. 9, № 6. – С. 569-574.

3. Agematsu K., Nagumo H., Shinozaki K., Hokibara S., Yasui K., et al. Absence of IgD-CD27(+) memory B cell population in X-linked hyper-IgM syndrome // J. Clin. Invest. – 1998. – Vol. 102, N 4. – P. 853-860.

4. Becker H., Weber C., Storch S., Federlin K. Relationship between CD5+ B lymphocytes and the activity of systemic autoimmunity // Clin. Immunol. Immunopathol. – 1990. – Vol. 56, N 2. – P. 219 - 225.

5. Biron C.A., Nguyen K.B., Pien G.C., Cousens L.P., Salazar-Mather T.P. Natural killer cells in antiviral defense: function and regulation by innate cytokines // Annu. Rev. Immunol. – 1999. – Vol. 17. – P. 189-220.

6. Caccamo N., Dieli F., Wesch D., Jomaa H., Eberl M. Sex-specific phenotypical and functional differences in peripheral human Vgamma9/Vdelta2 T cells. // J. Leukoc. Biol. – 2006. – Vol. 79. N 4. – P. 663-666.

7. Chen Z.W., Letvin N.L. Adaptive immune response of Vgamma2Vdelta2 T cells: a new paradigm. // Trends Immunol. – 2003. – Vol. 24. – P. 213-219.

8. Comans-Bitter W.M., de Groot R., van den Beemd R., Neijens H.J., et al. Immunophenotyping of blood lymphocytes in childhood. Reference values for lymphocyte subpopulations. // J. Pediatr. – 1997. – Vol. 130, N 3. – P. 388-393.

9. Dieli F., Troye-Blomberg M., Ivanyi J., et al. Granulysindependent killing of intracellular and extracellular Mycobacterium tuberculosis by gamma9/ Vdelta2 T lymphocytes. // J. Infect. Dis. – 2001. – Vol. 184. – P. 1082-1085.

10. Ebo D., DeClerck L.S., Bridts C.H., Stevens W.J. Expression of CD5 and CD23 on B cells of patients with rheumatoid arthritis, systemic lupus erythematosus and Sjogren’s syndrome. Relationship with disease activity and treatment // In Vivo. 1994. – Vol. 8, N 4. – P. 577-580.

11. French A.R., Yokoyama W.M. Natural killer cells and viral infections. // Curr. Opin. Immunol. – 2003. – Vol. 15, – P. 45-51.

12. Girardi M., Oppenheim D.E., Steele C.R., et al. Regulation of cutaneous malignancy by gammadelta T cells // Science. – 2001. ‑ Vol. 294. – P. 605-609.

13. Hultin L.E., Hausner M.A., Hultin P.M., Giorgi J.V. CD20 (pan-B cell) antigen is expressed at a low level on a subpopulation of human T lymphocytes // Cytometry. – 1993. – Vol. 14, N 2, – P. 196-204.

14. Ichkawa Y., Shimizu H., Yoshida M., Takaya M., Arimori S. T cells bearing gamma/delta T cell receptor and their expression of activation antigen in peripheral blood from patients with Sjogren’s syndrome // Clin. Exp. Rheumatol. – 1991. –Vol. 9. – P. 603-609.

15. Iciek L.A., Waldschmidt T.J., Griffiths M.M., Brooks K.H. B-1 cells in systemic autoimmune responses: IgM+, Fc epsilon Rdull B cells are lost during chronic graft-versus-host disease but not in murine AIDS or collagen-induced arthritis // Immunol. Invest. – 1994. – Vol. 23, N 4-5. – P. 293 - 311.

16. Inngjerdingen M., Damaj B., Maghazachi A.A. Expression and regulation of chemokine receptors in human natural killer cells // Blood. – 2001. – Vol. 97. – P. 367-375.

17. Kabelitz D., Wesch D. Role of gamma delta T-lymphocytes in HIV infection // Eur. J. Med. Res. – 2001. Vol. 6, – P. 169-174.

18. Kantor A.B. The development and repertoire of B-1 cells (CD5 B cells) // Immunol. Today. – 1991. – Vol. 12, N 11. – P. 389-391.

19. Kazbay K., Osterland C.K. The frequency of Leu 1+ B cells in autoantibody positive and negative autoimmune diseases and in neonatal cord blood // Clin. Exp. Rheumatol. – 1990. – Vol. 8, N 3. – P. 231 - 235.

20. Kretowski A., Mysliwiec J., Szelachowska M., et al. Gammadelta T-cells alterations in the peripheral blood of high risk diabetes type 1 subjects with subclinical pancreatic B-cells impairment. // Immunol. Lett. – 1999. – Vol. 68. – P. 289–293.

21. Lafarge X., Merville P., Cazin M.C., et al. Cytomegalovirus infection in transplant recipients resolves when circulating gammadelta T lymphocytes expand, suggesting a protective antiviral role // J. Infect. Dis. – 2001. – Vol. 184. – P. 533-541.

22. Liu W., Putnam A.L., Xu-Yu Z., Szot G.L., et al. CD127 expression inversely correlates with FoxP3 and suppressive function of human CD4+ T reg cells. // J. Exp. Med. – 2006. – Vol. 203, N 7. – P. 1701-1711.

23. Michie C.A., McLean A., Alcock C., Beverley P.C. Lifespan of human lymphocyte subsets defined by CD45 isoforms // Nature. – 1992. – Vol. 6401, N 360. – P. 264-265.

24. Morita C.T., Beckman E.M., Bukowski J.F., et al. Direct presentation of nonpeptide prenyl pyrophosphate antigens to human γδ-T cells. // Immunity. – 1995. – Vol. 3. – P. 495-507.

25. Pope V., Larsen S.A., Rice R.J., Goforth S.N., et al. Flow Cytometric Analysis of Peripheral Blood Lymphocyte Immunophenotypes in Persons Infected with Treponema pallidum. // Clin. Diagn. Lab. Immunol. – 1994. – Vol. 1, N 1. – P. 121-124.

26. Sanders M.E., Makgoba M.W., Shaw S. Human naive and memory T cells: reinterpretation of helperinducer and suppressor-inducer subsets. // Immunol. Today. – 1988. – Vol. 9, N 7-8. – P. 195-199.

27. Schubert L.A., Jeffery E., Zhang Y., Ramsdell F., Ziegler S.F. Scurfin (FOXP3) acts as a repressor of transcription and regulates T cell activation. // J. Biol. Chem. – 2001. – Vol. 276, N 40. – P. 37672 - 37679.

28. Sen G., Bikah G., Venkataraman C., Bondada S. Negative regulation of antigen receptormediated signaling by constitutive association of CD5 with the SHP-1 protein tyrosine phosphatase in B-1 B cells. // Eur. J. Immunol. – 1999. – Vol. 29, N 10. – P. 3319-3328.

29. Tangye S.G., Liu Y.J., Aversa G., Phillips J.H., de Vries J.E. Identification of functional human splenic memory B cells by expression of CD148 and CD27 // J. Exp. Med. – 1998. – Vol. 188, N 9. – P. 1691-1703.

30. Warren H.S., Skipsey L.J. Phenotypic analysis of a resting subpopulation of human peripheral blood NK cells: the FcR gamma III (CD16) molecule and NK cell differentiation // Immunology. – 1991. – Vol.72, N 1. – P. 150-157.

31. Yamashita N., Kaneoka H., Kaneko S., Takeno M., et al. Role of gammadelta T lymphocytes in the development of Behçet‘s disease // Clin. Exp. Immunol. – 1997. – Vol. 107, N 2. – P. 241-247.

32. Zidovec Lepej S., Vince A., Rakušic S., et al. Center for disease control (CDC) flow cytometry panel for human immunodeficiency virus infection allows recognition of infectious mononucleosis caused by Epstein-Barr virus or Cytomegalovirus // Croat. Med. J. – 2003. – Vol. 44. – P. 702-706.