Растворимые факторы макрофагов человека способны ингибировать TGF-β-индуцированную дифференцировку фибробластов легких

Макрофаги являются ключевыми клетками-регуляторами фиброгенеза и благодаря своей пластичности и гетерогенности способны оказывать как про-, так и антифиброгенное действие. В некоторых работах был продемонстрирован антифиброгенный потенциал макрофагов в отношении фибробластов дермы, однако влияние макрофагов на функции фибробластов легких остается неисследованным. Таким образом, целью данного исследования являлось изучение влияния кондиционных сред макрофагов человека, дифференцированных M-CSF/GM-CSF и далее поляризованных дексаметазоном/неполяризованных на TGF-β-индуцированную дифференцировку фибробластов легких. Макрофаги генерировали из моноцитов периферической крови условно здоровых доноров в присутствии M-CSF или GM-CSF в течение 7 дней. На 5-й день добавляли дексаметазон с целью получения поляризованных макрофагов M-M(Dex) и GM-M(Dex), которые сравнивали с неполяризованными M-M0 и GM-M0, к которым не добавляли дексаметазон. Далее собирали кондиционную среду макрофагов указанных подтипов, которую тестировали по способности ингибировать дифференцировку фибробластов легких (клеточная линия HLF210). Для этого к культурам фибробластов одномоментно добавляли TGF-β (индуцирующий фактор дифференцировки) и кондиционную среду макрофагов. Дифференцировку оценивали по уровню экспрессии маркера миофибробластов α-гладкомышечного актина (α-SMA) и продукции белка внеклеточного матрикса – коллагена I типа. Анализ α-SMA был выполнен при помощи проточной цитометрии. Содержание коллагена I типа определяли иммуноферментным методом. Оценку экспрессии α-SMA проводили с использованием 3D-культур фибробластов, поскольку полученные нами данные демонстрируют, что при стандартном культивировании происходит спонтанная активация фибробластов, тогда как в 3D-культурах количество α-SMA-позитивных клеток значительно меньше, что свидетельствует о более физиологичном росте клеток. Кондиционные среды дексаметазон-поляризованных макрофагов, независимо от дифференцировочного стимула, не влияли значимо на экспрессию α-SMA, а также уровень продукции коллагена I типа клетками HLF210. Напротив, растворимые факторы М-М0 оказывали выраженный ингибирующий эффект, приводя к снижению количества фибробластов, экспрессирующих маркер миофибробластов, а также к снижению содержания коллагена I типа в исследуемых культурах фибробластов. При этом GM-M0 не обладали таковым эффектом и, подобно поляризованным макрофагам, не ингибировали дифференцировку фибробластов легких. В целом, полученные результаты свидетельствуют о возможном антифиброгенном потенциале М-М0 макрофагов. При этом отсутствие такового эффекта в GM-M0 макрофагах свидетельствует о важном вкладе дифференцировочного фактора в формирование антифиброгенного фенотипа макрофагов.

1. Bagalad B.S., Mohan Kumar K.P., Puneeth H.K. Myofibroblasts: Master of disguise. J. Oral Maxillofac. Pathol., 2017, Vol. 21, no. 3, pp. 462-463.

2. Brennan P.N., MacMillan M., Manship T., Moroni F., Glover A., Graham C., Semple S., Morris D.M., Fraser A.R., Pass C., McGowan N.W.A., Turner M.L., Lachlan N., Dillon J.F., Campbell J.D.M., Fallowfield J.A., Forbes S.J. Study protocol: a multicentre, open-label, parallel-group, phase 2, randomised controlled trial of autologous macrophage therapy for liver cirrhosis (MATCH). BMJ Open, 2021, Vol. 11, no. 11, e053190. doi: 10.1136/bmjopen-2021-053190.

3. Chang C.H., Juan Y.H., Hu H.C., Kao K.C., Lee C.S. Reversal of lung fibrosis: an unexpected finding in survivor of acute respiratory distress syndrome. QJM, 2018, Vol. 111, no. 1, pp. 47-48.

4. Koudelka A., Cechova V., Rojas M., Mitash N., Bondonese A., St Croix C., Ross M.A., Freeman B.A. Fatty acid nitroalkene reversal of established lung fibrosis. Redox Biology, 2022, Vol. 50, 102226. doi: 10.1016/j.redox.2021.102226.

5. Landry N.M., Rattan S.G., Dixon I.M.C. An improved method of maintaining primary murine cardiac fibroblasts in two-dimensional cell culture. Sci. Rep., 2019, no. 9, 12889. doi: 10.1038/s41598-019-49285-9.

6. Machahua C., Vicens-Zygmunt V., Ríos-Martín J., Llatjós R., Escobar-Campuzano I., Molina-Molina M., Montes-Worboys A. Collagen 3D matrices as a model for the study of cell behavior in pulmonary fibrosis. Exp. Lung Res., 2022, Vol. 48, no. 3, pp. 126-136.

7. Meng X.M., Nikolic-Paterson D.J., Lan H.Y. TGF-β: the master regulator of fibrosis. Nat. Rev. Nephrol., 2016, Vol. 12, no. 6, pp. 325-338.

8. Mikkelsen L.F., Rubak S. Reversible lung fibrosis in a 6-year-old girl after long term nitrofurantoin treatment. BMC Pulm. Med., 2020, Vol. 20, 313. doi: 10.1186/s12890-020-01353-x.

9. Murray P.J., Allen J.E., Biswas S.K., Fisher E.A., Gilroy D.W., Goerdt S., Gordon S., Hamilton J.A., Ivashkiv L.B., Lawrence T., Locati M., Mantovani A., Martinez F.O., Mege J.L., Mosser D.M., Natoli G., Saeij J.P., Schultze J.L., Shirey K.A., Sica A., Suttles J., Udalova I., van Ginderachter J.A., Vogel S.N., Wynn T.A. Macrophage activation and polarization: nomenclature and experimental guidelines. Immunity, 2014, Vol. 41, no. 1, pp. 14-20.

10. Sapudom J., Karaman S., Mohamed W.K.E., Garcia-Sabaté A., Quartey B.C., Teo J.C.M. 3D in vitro M2 macrophage model to mimic modulation of tissue repair. NPJ Regen. Med., 2021, no. 6, 83. doi: 10.1038/s41536-021-00193-5.

11. Sari E., He C., Margaroli C. Plasticity towards rigidity: a macrophage conundrum in pulmonary fibrosis. Int. J. Mol. Sci., 2022, Vol. 23, no. 19, 11443. doi: 10.3390/ijms231911443.

12. Song E., Ouyang N., Hörbelt M., Antus B., Wang M., Exton M.S. Influence of alternatively and classically activated macrophages on fibrogenic activities of human fibroblasts. Cell. Immunol., 2000, Vol. 204, no. 1, pp. 19-28.

13. Tarique A.A., Logan J., Thomas E., Holt P.G., Sly P.D., Fantino E. Phenotypic, functional, and plasticity features of classical and alternatively activated human macrophages. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol., 2015, Vol. 53, no. 5, pp. 676-688.

14. Ullm F., Riedl P., Machado de Amorim A., Patzschke A., Weiß R., Hauschildt S., Franke K., Anderegg U., Pompe T. 3D scaffold-based macrophage fibroblast coculture model reveals IL-10 dependence of wound resolution phase. Adv. Biosyst., 2020, Vol. 4, no. 1, e1900220. doi: 10.1002/adbi.201900220.

15. Xue J., Schmidt S.V., Sander J., Draffehn A., Krebs W., Quester I., de Nardo D., Gohel T.D., Emde M., Schmidleithner L., Ganesan H., Nino-Castro A., Mallmann M.R., Labzin L., Theis H., Kraut M., Beyer M., Latz E., Freeman T.C., Ulas T., Schultze J.L. Transcriptome-based network analysis reveals a spectrum model of human macrophage activation. Immunity, 2014, Vol. 40, no. 2, pp. 274-288.