Минорная популяция NK-лимфоцитов с коэкспрессией CD19

В последнее десятилетие в связи с широким распространением многоцветной проточной цитометрии для рутинных тестов в зарубежной литературе появились единичные сообщения о выявлении в крови и костном мозге пациентов минорной субпопуляции NK-клеток со слабой коэкспрессией В-клеточного антигена CD19. Практически отсутствует оценка частоты встречаемости и относительного количества CD56⁺CD19^+dim клеток, нет данных о фенотипических особенностях, а также связи этой субпопуляции с какой-либо патологией. Цель исследования – оценить частоту встречаемости, относительное количество и фенотипические характеристики минорной субпопуляции лимфоцитов CD56⁺CD19^+dim в образцах крови пациентов, направляемых на исследование субпопуляционного состава лимфоцитов. Материалом являлась периферическая кровь иммунокомпрометированных лиц. Методом восьмицветной проточной цитометрии определяли субпопуляционный состав лимфоцитов с использованием маркеров CD3, CD4, CD8, CD19, CD25, CD45, CD56, HLA-DR. Для оценки частоты встречаемости субпопуляции CD56⁺CD19^+dim осуществляли ретроспективный анализ LMD-файлов 1210 исследований для 935 пациентов. Средний возраст обследованных лиц 39,8±14,7 года, среди них 84 ребенка до 18 лет. Ряду пациентов исследование выполнялось неоднократно. Дополнительное фенотипирование CD56⁺CD19^+dim клеток проводили с использованием широкой панели антител к В-клеточным и T/NK-клеточным антигенам. Частота встречаемости образцов крови, содержащих CD56⁺CD19^+dim клетки, составила 1,2%, при относительном количестве субпопуляции 2,1±1,9% от лимфоцитов и 0,8±0,6% от лейкоцитов. Максимальный размер субпопуляции составил 8,8% от лимфоцитов (2,8% от лейкоцитов). Отмечено длительное сохранение субпопуляции на протяжении всего периода наблюдения за пациентами – от двух месяцев до 6 лет. Сопоставление экспрессии дополнительных маркеров субпопуляциями NK-лимфоцитов CD56⁺CD19^+dim и CD56⁺CD19^- выявило особенности первой, а именно высокую экспрессию CD2 и CD57, сниженную плотность экспрессии CD7, CD16, CD38. Определен фенотип изученной субпопуляции: CD56^+dimCD19^+dimCD2^+brightCD7^+dimCD11c⁺CD16^+dimCD38^+dimCD45RA⁺CD57⁺CD94^+dimNKG2D⁺CD3^-CD4^-CD5^-CD20^-CD21^-CD25^-CD45R0^-CD62L^-CD79b^-CD117^- с вариабельной экспрессией CD8 и HLA-DR. Фенотип соответствует активированным терминально дифференцированным адаптивным NK-лимфоцитам, связанным с цитомегаловирусной инфекцией. В нашей работе у лиц с субпопуляцией CD56⁺CD19^+dim лимфоцитов в крови отмечена цитомегаловирусная инфекция в анамнезе и реактивация хронической ВЭБ-инфекции на момент исследования. Вероятной причиной коэкспрессии CD19 может быть трогоцитоз NK-клеткой фрагмента мембраны В-лимфоцита при активной ВЭБ-инфекции. Cубпопуляция CD56⁺CD19^+dim лимфоцитов может достигать заметных величин и искажать результаты иммунологических исследований, выполняемых методом проточной цитометрии. Особенно вероятны ошибки при оценке минимальной определяемой болезни при острых В-клеточных лейкозах. Минорная популяция NK-лимфоцитов CD56⁺CD19^+dim может быть идентифицирована в рутинных иммунологических исследованиях, а ее функциональные особенности и связь с патологией нуждаются в дальнейшем изучении.

1. Alari-Pahissa E., Ataya M., Moraitis I., Campos-Ruiz M., Altadill M., Muntasell A., Moles A., López-Botet M. NK cells eliminate Epstein-Barr virus bound to B cells through a specific antibody-mediated uptake. PLoS Pathog., 2021, Vol. 17, no. 8, e1009868. doi: 10.1371/journal.ppat.1009868.

2. Campos-Mora M., Jacot W., Garcin G., Depondt M.-L., Constantinides M., Alexia C., Villalba M. NK cells in peripheral blood carry trogocytosed tumor antigens from solid cancer cells. Front. Immunol., 2023, Vol. 14, 1199594. doi: 10.3389/fimmu.2023.1199594.

3. Chatterjee G., Sriram H., Ghogale S., Deshpande N., Khanka T., Girase K., Verma S., Arolkar G., Dasgupta N., Narula G., Shetty D., Dhamne C., Moulik N.R., Rajpal S., Patkar N.V., Banavali S., Gujral S., Subramanian P.G., Tembhare P.R. Mimics and artefacts of measurable residual disease in a highly sensitive multicolour flow cytometry assay for B-lymphoblastic leukaemia/lymphoma: critical consideration for analysis of measurable residual disease. Br. J. Haematol., 2022, Vol. 196, no. 2, pp. 374-379.

4. Coënon L., Villalba M. From CD16a biology to antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity improvement. Front. Immunol., 2022, Vol. 13, 913215. doi: 10.3389/fimmu.2022.913215.

5. Della Chiesa M.,Pesce S.,Muccio L.,Carlomagno S.,Sivori S.,Moretta A.,Marcenaro E.Features of memorylike and PD-1+ human NK cell subsets. Front. Immunol., 2016, Vol. 7, 351. doi: 10.3389/fimmu.2016.00351.

6. Gao F., Zhou Z., Lin Y., Shu G., Yin G., Zhang T. Biology and clinical relevance of HCMV-associated adaptive NK cells. Front. Immunol., 2022, Vol. 13, 830396. doi: 10.3389/fimmu.2022.830396.

7. Gill U.S., Golden-Mason L. HCMV jogs the ‘memory’ of NK cells in HBV. J. Hepatol., 2019, Vol. 70, no. 3, pp. 343-345.

8. Hwang I., Zhang T., Scott J.M. Identification of human NK cells that are deficient for signaling adaptor FcRγ and specialized for antibody-dependent immune function. Int. Immunol., 2012, Vol. 24, no. 12, pp. 793-802.

9. Ivetic A., Green H.L.H., Hart S.J. L-selectin: A major regulator of leukocyte adhesion, migration and signaling. Front. Immunol., 2019, Vol. 10, 1068. doi: 10.3389/fimmu.2019.01068.

10. Korol C., Rossi J., Sanz M., Bernasconi A. NK cells expressing the B cell antigen CD19: Expanding the phenotypical characterization and the potential consequences from misinterpretation of this subset population. Cytometry B Clin. Cytom., 2015, Vol. 88, no. 2. pp. 358-360.

11. Krzywinska E., Allende-Vega N., Cornillon A., Vo D.N., Cayrefourcq L., Panabieres C., Vilches C., Déchanet-Merville J., Hicheri Y., Rossi J.F., Cartron G., Villalba M. Identification of anti-tumor cells carrying natural killer (NK) cell antigens in patients with hematological cancers. EBioMedicine, 2015, Vol. 2, no. 10, pp. 1364-1376.

12. Li W., Morgan R., Nieder R., Truong S., Habeebu S.S.M., Ahmed A.A. Normal or reactive minor cell populations in bone marrow and peripheral blood mimic minimal residual leukemia by flow cytometry. Cytometry B Clin. Cytom., 2021, Vol. 100, no. 5, pp. 531-608.

13. Liu W., Scott J.M., Langguth E., Chang H., Park P.H., Kim S. FcRγ Gene editing reprograms conventional NK cells to display key features of adaptive human NK cells. iScience, 2020, Vol. 23, no. 11, 101709. doi: 10.1016/j.isci.2020.101709.

14. López-Montañés M., Alari-Pahissa E., Sintes J., Martínez-Rodríguez J.E., Muntasell A., López-Botet M. Antibody-dependent NK Cell activation differentially targets EBV-infected cells in lytic cycle and bystander B lymphocytes bound to viral antigen-containing particles. J. Immunol., 2017, Vol. 199, no. 2, pp. 656-665.

15. Pahl J.H.W., Cerwenca A., Ni J. Memory-Like NK-cells: Remembering a previous activation by cytokines and NK cell receptors. Front. Immunol., 2018, Vol. 9, 2796. doi: 10.3389/fimmu.2018.02796.

16. Peppa D. Natural killer cells in human immunodeficiency virus-1 infection: spotlight on the impact of human cytomegalovirus. Front. Immunol., 2017, Vol. 8, 1322. doi: 10.3389/fimmu.2017.01322.

17. Pu Q., Cao X., Liu Y., Yan D., Tan R., Li J., Yue B. Comprehensive analysis and summary of the value of immunophenotypes of mature NK cell tumors for differential diagnosis, treatment, and prognosis. Front. Immunol., 2022, Vol. 13, 918487. doi: 10.3389/fimmu.2022.918487.

18. Quatrini L., Della Chiesa M., Sivori S., Mingari M.C., Pende D., Moretta L. Human NK cells, their receptors and function. Eur. J. Immunol., 2021, Vol. 51, no. 7, pp. 1566-1579.

19. Reed J., Reichelt M., Wetzel S.A. Lymphocytes and trogocytosis-mediated signaling. Cells, 2021, Vol. 10, no. 6, 1478. doi: 10.3390/cells10061478.

20. Schlums H., Cichocki F., Tesi B., Theorell J., Beziat V., Holmes T.D., Han H., Chiang S.C., Foley B., Mattsson K., Larsson S., Schaffer M., Malmberg K.-J., Ljunggren H.-G., Miller J.S., Bryceson Y.T. Cytomegalovirus infection drives adaptive epigenetic diversification of NK cells with altered signaling and effector function. Immunity, 2015, Vol. 42, no. 3, pp. 443-456.

21. Soma L., Wu D., Chen X., Edlefsen K., Fromm J.R., Wood B. Apparent CD19 expression by natural killers cells: a potential confounder fore minimal residual disease detection by flow cytometry in B lymphoblastic leukemia. Cytometry B Clin. Cytom., 2015, Vol. 88, no. 2, pp. 145-147.

22. Stillwell R., Bierer B.E. T cell signal transduction and role of CD7 in costimulation. Immunol. Res., 2001, Vol. 24, no. 1, pp. 31-52.

23. Wang T., Huang C., Lopez-Coral A., Slentz-Kesler K.A., Xiao M., Wherry E.J., Kaufman R.E. K12/SECTM1, an interferon-γ regulated molecule, synergizes with CD28 to costimulate human T cell proliferation. J. Leukoc. Biol., 2012, Vol. 91, no. 3, pp. 449-459.

24. Zhao S., Zhang L., Xiang S., Hu Y., Wu Z., Shen J. Gnawing between cells and cells in the immune system: friend or foe? A review of trogocytosis. Front. Immunol., 2022, Vol. 13, 791006. doi: 10.3389/fimmu.2022.791006.