Применение CAST-теста для оценки у людей специфической реактивности к возбудителю сибирской язвы

Представлены результаты применения функционального цитометрического теста антиген-стимулированной активации базофилов для оценки специфической иммунологической реактивности у людей, больных сибирской язвой и иммунизированных сибиреязвенной вакциной. В качестве критерия наличия антигенспецифической активации базофилов измеряли экспрессию мембранного рецептора – CD63, отражающей процесс анафилактической дегрануляции базофильных гранулоцитов. Для определения спонтанной и антиген-индуцированной активации базофилов (CCR3+CD63+) применяли набор реагентов FlowCAST (Buhlmann laboratories AG, Швейцария). В качестве специфического антигена использовали экспериментальный сибиреязвенный аллерген – антраксин (гидролизат на основе штамма Bacillus anthracis СТИ-1), производства ФКУЗ «Ставропольский противочумный институт» Роспотребнадзора. На основании клинико-экспериментальных данных в качестве лабораторного критерия наличия у человека специфической IgE-опосредованной сенсибилизации к возбудителю сибирской язвы для иммунодиагностического CAST-теста in vitro принято значение – 10% и более активированных антраксином базофильных гранулоцитов (CCR3+CD63+). Показано, что у лиц, больных сибирской язвой в период до одной недели (3-7-й день) после заболевания, в 92,3% случаев получен положительный результат CAST, значения специфической активации антраксином базофилов в среднем составил 37,9% (12,01 ÷ 78,9%). При иммунологическом обследовании лиц через три недели после вакцинации против сибирской язвы была установлена CAST-позитивность у всех вакцинированных. Значения интенсивности антраксин-индуцированной активации базофилов у привитых находились в интервале от 10,87 ÷ 30,03%, составив в среднем 17,86%. Суммарное значение спонтанной и специфической активации детектировали в интервале 12,39 ÷ 41,46%. Проведенные исследования указывают на перспективу внедрения теста антигенной активации базофилов в формате Flow CAST для диагностики сибирской язвы и выявления специфической иммунной перестройки после вакцинации у людей, как показателя «фактической привитости». Использование CAST-теста с антраксином позволяет выявлять больных сибирской язвой на ранних сроках после начала заболевания (2-4-е сут.), в том числе среди пациентов с повышенным уровнем фоновых значений CCR3+CD63+, проводить оценку иммунологической эффективности вакцинации контингентов риска. Вместе с тем было установлено, что существенное снижение диагностической чувствительности CAST-теста возможно у иммунных к возбудителю сибирской язвы пациентов, получавших интенсивную этиотропную антибактериальную и патогенетическую терапию на ранних стадиях инфекционного процесса, включающую глюкокортикостероиды и десенсибилизирующие средства, которые ингибируют в организме интенсивность процессов формирования гиперчувствительности (иммунологической реактивности) и ее выраженность.

1. Безопасность работы с микроорганизмами I-II групп патогенности (опасности): санитарно-эпидемиологические правила. М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2014. 195 с.

2. ГОСТ Р 53022.3-2008 Технологии лабораторные клинические. Требования к качеству клинических лабораторных исследований. Часть 3. Правила оценки клинической информативности лабораторных тестов.

3. Assessment of laboratory tests clinical significance]. 3. ГОСТ Р 53079.4-2008 Технологии лабораторные клинические. Обеспечение качества клинических лабораторных исследований. Часть 4. Правила ведения преаналитического этапа

4. Демина Ю.В., Рязанова А.Г., Аксенова Л.Ю., Кузнецова И.В., Котенев Е.С., Головинская Т.М., Буравцева Н.П., Еременко Е.И., Пономаренко Д.Г., Ракитина Е.Л., Костюченко М.В., Цыганкова О.И., Котенева Е.А., Дятлов И.А., Тимофеев В.С., Бахтеева И.В., Картавая С.А., Нечепуренко Л.А., Харьков В.В., Косарева Л.Э., Эрдни-Горяева Г.В., Ашенов А.М., Леонтьева С.А., Таджидинов В.О. Организация лабораторных исследований клинического материала и проб из объектов окружающей среды во время вспышки сибирской язвы в Ямало-Ненецком автономном округе в 2016 г. // Проблемы особо опасных инфекций, 2017. № 1. С. 44-48.

5. Куличенко А.Н., Ракитина Е.Л., Пономаренко Д.Г., Логвиненко О.В., Рязанова А.Г. Использование теста активации базофилов с антраксином для лабораторной (in vitro) диагностики сибирской язвы // Проблемы особо опасных инфекций, 2012. № 3 (113). С. 86-88.

6. Методические МУК 4.2.2413-08 «Лабораторная диагностика и обнаружение возбудителя сибирской язвы» [Электронный ресурс]: сайт. Режим доступа: http://docs.cntd.ru/document/1200075231.

7. Пономаренко Д.Г. Новый подход к комплексной оценке иммуно-биологической реактивности контингента, подлежащего вакцинации (ревакцинации) против бруцеллеза // Эпидемиология и инфекционные болезни. Актуальные вопросы, 2015. № 3. С. 28-31.

8. Пономаренко Д.Г., Логвиненко О.В., Саркисян Н.С., Ракитина Е.Л., Голубь О.Г., Куличенко А.Н. Новый подход к аллергодиагностике бруцеллеза // Инфекция и иммунитет, 2013. Т. 3, № 1. С. 89-92. doi: 10.15789/2220-7619-2013-89-92.

9. Романова И.В. Гончаров А.Е. Тест активации базофилов: технология метода и его применение в клинической практике // Иммунопатология, аллергология, инфектология, 2018. № 1. С. 26-34.

10. Урбах В.Ю. Биометрические методы. М.: Наука, 1964. 410 с.

11. Федеральный закон от 21.11.2011 N 323-ФЗ (ред. от 01.04.2020) «Об основах охраны здоровья граждан в Российской Федерации».

12. Шейх М.М. Роль инфекционной аллергии при пневмониях у детей // Иммунопатология, аллергология, инфектология, 2002. № 2. С. 106-110.

13. Arai T., Sakurai D., Iinuma T., Nakagawa T., Yonekura S., Okamoto Y. Basophils from allergic rhinitis patients show allergen-specific upregulation of thymic stromal lymphopoietin receptor. Ann. Allergy Asthma Immunol., 2018, Vol. 120, no. 2, pp. 155-163.

14. Boumiza R., Debard A.L., Monneret G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clin. Mol. Allergy, 2005, Vol. 3, 9. doi:10.1186/1476-7961-3-9.

15. Chirumbolo S., Vella A., Ortolani R., De Gironcoli, M., Solero, P., Tridente, G., Bellavite, P. Differential response of human basophil activation markers: a multi-parameter flow cytometry approach. Clin. Mol. Allergy, 2008, no. 6, pp. 12-16.

16. Ducrest S., Meier F., Tschopp C., Pavlovic R., Dahinden C.A. Flowcytometric analysis of basophil counts in human blood and inaccuracy of hematology analyzers. Allergy, 2005, Vol. 60, no. 11, pp. 1446-1450.

17. Eberlein B., Hann R., Eyerich S., Pennino D., Ring J., Schmidt-Weber C.B., Buters J. Optimizing of the basophil activation test: comparison of different basophil identification markers. Cytometry B Clin. Cytom., 2015, Vol. 88, no. 3, pp. 183-189.

18. Hausmann O.V., Gentinetta T., Fux M., Ducrest S., Pichler W.J., Dahinden C.A. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy, 2011, Vol. 66, no. 1, pp. 85-91.

19. Hemmings O., Kwok M., McKendry R., Santos A.F. Basophil activation test: old and new applications in allergy. Curr. Allergy Asthma Rep., 2018; Vol. 18, no. 12, 77. doi:10.1007/s11882-018-0831-5.

20. Mikkelsen S., Bibby B.M., Dolberg M.K., Dahl R., Hoffmann H.J. Basophil sensitivity through CD63 or CD203c is a functional measure for specific immunotherapy. Clin. Mol. Allergy, 2010, Vol. 8, no. 1, 2. doi:10.1186/1476-7961-8-2.

21. Mommert S., Kleiner S., Gehring M., Eiz-Vesper B., Stark H., Gutzmer R., Werfel T., Raap U. Human basophil chemotaxis and activation are regulated via the histamine H4 receptor. Allergy, 2016, Vol. 71, no. 9, pp. 1264-1273.

22. Monneret G. Is this time for CRTH2/DP2 in a flow cytometric basophil activation test? Clin. Exp. Allergy, 2008, Vol. 38, no. 7, pp. 1239-1240.

23. Monneret G. CCR3 for basophil activation test: a necessary but insufficient step. Clin. Exp. Allergy, 2010, Vol. 40, no. 6, 953. doi: 10.1111/j.1365-2222.2010.03516.x.

24. Prussin C., Metcalfe D.D. IgE, mast cells, basophils, and eosinophils. J. Allergy Clin. Immunol., 2006, Vol. 117, no. 2, pp. 450-456.

25. Sabato V., Boita M., Shubber S., Bridts C.H., Shibuya A., de Clerck L.S., Falcone F.H., Ebo D.G. Mechanism of phosphatidylserine inhibition of IgE/FcepsilonRI-dependent anaphylactic human basophil degranulation via CD300a. J. Allergy Clin. Immunol., 2014, Vol. 134, no. 3, pp. 734-737.

26. Santos A.F., Shreffler W.G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clin. Exp. Allergy, 2017, Vol. 47, no. 9, pp. 1115-1124.

27. Witting Christensen S.K., Kortekaas Krohn I., Thuraiaiyah J., Skjold T., Schmid J.M., Hoffmann H.J. Sequential allergen desensitization of basophils is non-specific and may involve p38 MAPK. Allergy, 2014, Vol. 69, no. 10, pp. 1343-1349.

28. Zaidi A.K., Saini S.S., Macglashan D.W. Jr. Regulation of Syk kinase and FcRbeta expression in human basophils during treatment with omalizumab. J. Allergy Clin. Immunol., 2010, Vol. 125, no. 4, pp. 902-908.