ОСОБЕННОСТИ ФЕНОТИПА ДЕНДРИТНЫХ КЛЕТОК, ДИФФЕРЕНЦИРОВАННЫХ ИЗ МОНОЦИТОВ КРОВИ, У БОЛЬНЫХ РАКОМ ПОЧКИ

Целью исследования явилось изучение особенностей фенотипа дендритных клеток (ДК), дифференцированных из моноцитов периферической крови, у больных раком почки (РП). Обследовано 28 больных РП (Т3N0М0, светлоклеточный тип) в возрасте 40-55 лет до хирургического лечения и 31 практически здоровый человек аналогичного возрастного диапазона. Незрелые ДК (нДК) генерировали из моноцитов крови путем культивирования в течение 5 суток с GM-CSF и IFNα. Активацию ДК (аДК) индуцировали внесением в среду инкубации лизата опухолевых клеток и TNFα с последующей инкубацией в течение 48 часов. Фенотипирование ДК различной степени зрелости проводили методом проточной цитометрии. Обнаружено, что при дифференцировке моноцитов в нДК у больных РП формируется клеточный пул с высоким уровнем костимуляторной активности за счет увеличения количества клеток с высоким уровнем экспрессии рецепторов CD80 и CD86. При этом в клеточной культуре остается значительное количество недифференцированных моноцитов и клеток с промежуточным фенотипом (CD14+CD83+). У больных РП в клеточной культуре формируется повышенное (по сравнению с контрольными значениями) количество нДК с фенотипом CD83+CD80highCD86highHLA-DR+. Однако уровень экспрессии HLA-DR-рецептора на CD83+CD80highCD86high нДК у больных РП снижен. Следовательно, данный тип ДК обладает высокой костимуляторной и слабой антигенпрезентирующей активностью. При созревании (активации) ДК у больных РП сохраняется значительное количество недифференцированных моноцитов в клеточной культуре,¸ но при снижении содержания клеток с фенотипом CD14+CD83+. Предположительно часть клеток с фенотипом CD14+CD83+ при дополнительной антигенной и цитокиновой нагрузке созрела до уровня аДК. Зрелые ДК у больных РП характеризуются слабой костимуляторной и антигенпрезентирующей активностью за счет снижения экспрессии маркеров CD83 и CD86. При созревании количество ДК с различным уровнем экспрессии CD80 в культуре клеток у здоровых людей и больных РП выравнивается, но при РП меньше формируется аДК с высокоактивным фенотипом (CD83+CD80highCD86high и CD83+CD80highCD86highHLA-DR+). Более того, при онкологии аДК с фенотипом CD83+CD80highCD86high слабее экспрессируют рецепторы для проявления костимуляторной и антигенпрезентирующей активности. Различия в фенотипе нДК и аДК у здоровых людей и больных РП могут определяться различиями в фенотипе и функциональной активности моноцитов крови и иммунодепрессивными факторами, синтезируемые опухолью.

1. Кескинов А.А., Щурин М.Р., Бухман В.М., Шпрах З.С. Влияние секретируемых опухолью веществ на дендритные клетки при раке // Российский биотерапевтический журнал, 2017. Т. 16, № 1. С. 12-23. [Keskinov A.A., Shhurin M.R., Buhman V.M., Shprah Z.S. Impact of tumor-derived factors on dendritic cells in cancer. Rossiyskiy bioterapevticheskiy zhurnal = Russian Biotherapeutic Journal, 2017, Vol. 16, no. 1, pp. 12-23. (In Russ.)]

2. Кудрявцев И.В., Субботовская А.И. Опыт измерения параметров иммунного статуса с использованием шести-цветного цитофлуоримерического анализа // Медицинская иммунология, 2015. Т. 17, № 1. С. 19-26. [Kudryavtsev I.V., Subbotovskaya A.I. Application of six-color flow cytometric analysis for immune profile monitoring. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2015, Vol. 17, no. 1, pp. 19-26. (In Russ.)] doi: 10.15789/1563-0625-2015-1-19-26.

3. Леплина О.Ю., Тихонова М.А., Тыринова Т.В., Алямкина Е.А., Богачев С.С., Останин А.А., Черных Е.Р. Функциональная активность IFNα- и IL-4-индуцированных дендритных клеток человека: сравнительное исследование // Медицинская иммунология, 2014. Т. 16, № 1. С. 43-52. [Leplina O.Yu., Tikhonova M.A., Tyrinova T.V., Alyamkina E.A., Bogachev S.S., Ostanin A.A., Chernykh E.R. Functional activity of IFNα- and IL-4- induced human dendritic cells: a comparative study. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2014, Vol. 16, no. 1, pp. 43-52. (In Russ.)] doi: 10.15789/1563-0625-2014-1-43-52.

4. Савченко А.А., Борисов А.Г., Модестов А.А., Мошев А.В., Кудрявцев И.В., Тоначева О.Г., Кощеев В.Н. Фенотипический состав и хемилюминесцентная активность моноцитов у больных почечноклеточным раком // Медицинская иммунология, 2015. Т. 17, № 2. С. 141-150. [Savchenko A.A., Borisov A.G., Modestov A.A., Moshev A.V., Kudryavtsev I.V., Tonacheva O.G., Koshcheev V.N. Monocytes subpopulations and chemiluminescent activity in patients with renal cell carcinoma. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2015, Vol. 17, no. 2, pp. 141-150. (In Russ.)] doi:10.15789/1563-0625-2015-2-141-150.

5. Савченко А.А., Модестов А.А., Мошев А.В., Тоначева О.Г., Борисов А.Г. Цитометрический анализ NK- и NKT-клеток у больных почечноклеточным раком // Российский иммунологический журнал, 2014. Т. 8 (17), № 4. С. 1012-1018. [Savchenko A.A., Modestov A.A., Moshev A.V., Tonacheva O.G., Borisov A.G. Cytometric analysis of NK- and NKT-cells in patients with renal cell carcinoma. Rossiyskiy immunologicheskiy zhurnal = Russian Immunological Journal, 2014, Vol. 8 (17), no. 4, pp. 1012-1018. (In Russ.)]

6. Bari R., Hartford C., Chan W.K., Vong Q., Li Y., Gan K., Zhou Y., Cheng C., Kang G., Shurtleff S., Turner V., Pui C.H., Downing J.R., Leung W. Genome-wide single-nucleotide polymorphism analysis revealed SUFU suppression of acute graft-versus-host disease through downregulation of HLA-DR expression in recipient dendritic cells. Sci. Rep., 2015, Vol. 5, p. 11098.

7. Battaglia S., Muhitch J.B. Unmasking targets of antitumor immunity via high-throughput antigen profiling. Curr. Opin. Biotechnol., 2016, Vol. 42, pp. 92-97.

8. Ciudad M.T., Sorvillo N., van Alphen F.P., Catalán D., Meijer A.B., Voorberg J., Jaraquemada D. Analysis of the HLA-DR peptidome from human dendritic cells reveals high affinity repertoires and nonconventional pathways of peptide generation. J. Leukoc. Biol., 2017, Vol. 101, no. 1, pp. 15-27.

9. da Cunha A., Antoniazi Michelin M., Cândido Murta E.F. Phenotypic profile of dendritic and T cells in the lymph node of Balb/C mice with breast cancer submitted to dendritic cells immunotherapy. Immunol. Lett., 2016, Vol. 177, pp. 25-37.

10. Di Pucchio T., Lapenta C., Santini S.M., Logozzi M., Parlato S., Belardelli F. CD2+/CD14+ monocytes rapidly differentiate into CD83+ dendritic cells. Eur. J. Immunol., 2003, Vol. 33, no. 2, pp. 358-367.

11. Gardner A., Ruffell B. Dendritic cells and cancer immunity. Trends Immunol., 2016, Vol. 37, no. 12, pp. 855-865.

12. Grange C., Tapparo M., Tritta S., Deregibus M.C., Battaglia A., Gontero P., Frea B., Camussi G. Role of HLA-G and extracellular vesicles in renal cancer stem cell-induced inhibition of dendritic cell differentiation. BMC Cancer, 2015, Vol. 15, p. 1009.

13. Jakubzick C.V., Randolph G.J., Henson P.M. Monocyte differentiation and antigen-presenting functions. Nat. Rev. Immunol., 2017, Vol. 17, no. 6, pp. 349-362.

14. Jia J., Wang Z., Li X., Wang Z., Wang X. Morphological characteristics and co-stimulatory molecule (CD80, CD86, CD40) expression in tumor infiltrating dendritic cells in human endometrioid adenocarcinoma. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., 2012, Vol. 160, no. 2, pp. 223-227.

15. Wang Y. Immune tolerance of mice allogenic tooth transplantation induced by immature dendritic cells. Int. J. Clin. Exp. Med., 2015, Vol. 8, no. 4, pp. 5254-5262.

16. Liu W.H., Liu J.J., Wu J., Zhang L.L., Liu F., Yin L., Zhang M.M., Yu B. Novel mechanism of inhibition of dendritic cells maturation by mesenchymal stem cells via interleukin-10 and the JAK1/STAT3 signaling pathway. PLoS ONE, 2013, Vol. 8, no. 1, e55487. doi: 10.1371/journal.pone.0055487.

17. Luider J.1., Cyfra M., Johnson P., Auer I. Impact of the new Beckman Coulter Cytomics FC 500 5-color flow cytometer on a regional flow cytometry clinical laboratory service. Lab. Hematol., 2004, Vol. 10, pp. 102-108.

18. Macri C., Dumont C., Johnston A.P., Mintern J.D. Targeting dendritic cells: a promising strategy to improve vaccine effectiveness. Clin. Transl. Immunology, 2016, Vol. 5, no. 3, p. e66.

19. Maecker H., McCoy P., Nussenblatt R. Standardizing immunophenotyping for the human immunology project. Nat. Rev. Immunol., 2012, Vol. 12, pp. 191-200.

20. Maglioco A., Machuca D.G., Badano M.N., Nannini P., Camerano G.V., Costa H., Meiss R., Ruggiero R.A., Giordano M., Dran G.I. B cells inhibit the antitumor immunity against an established murine fibrosarcoma. Oncol. Lett., 2017, Vol. 13, no. 5, pp. 3225-3232.

21. Ni Y.H., Wang Z.Y., Huang X.F., Shi P.H., Han W., Hou Y.Y., Hua Z.C., Hu A.Q. Effect of siRNA-mediated downregulation of VEGF in Tca8113 cells on the activity of monocyte-derived dendritic cells. Oncol. Lett., 2012, Vol. 3, no. 4, pp. 885-892.

22. Okamoto M., Kobayashi M., Yonemitsu Y., Koido S., Homma S. Dendritic cell-based vaccine for pancreatic cancer in Japan. World J. Gastrointest. Pharmacol. Ther., 2016, Vol. 7, no. 1, pp. 133-138.

23. Oreshkova N., Wichgers Schreur P.J., Spel L., Vloet R.P., Moormann R.J., Boes M., Kortekaas J. Nonspreading rift valley fever virus infection of human dendritic cells results in downregulation of CD83 and full maturation of bystander cells. PLoS ONE, 2015, Vol. 10, no. 11, e0142670. doi: 10.1371/journal.pone.0142670.

24. Pfirschke C., Siwicki M., Liao H.W., Pittet M.J. Tumor microenvironment: no effector T сells without dendritic cells. Cancer Cell, 2017, Vol. 31, no. 5, pp. 614-615.

25. Prechtel A.T., Steinkasserer A. CD83: an update on functions and prospects of the maturation marker of dendritic cells. Arch. Dermatol. Res., 2007, Vol. 299, no. 2, pp. 59-69.

26. Reardon D.A., Mitchell D.A. The development of dendritic cell vaccine-based immunotherapies for glioblastoma. Semin. Immunopathol., 2017, Vol. 39, no. 2, pp. 225-239.

27. Seyfizadeh N., Muthuswamy R., Mitchell D.A., Nierkens S., Seyfizadeh N. Migration of dendritic cells to the lymph nodes and its enhancement to drive anti-tumor responses. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2016, Vol. 107, pp. 100-110.

28. Tan P., He L., Han G., Zhou Y. Optogenetic immunomodulation: shedding light on antitumor immunity. Trends Biotechnol., 2017, Vol. 35, no. 3, pp. 215-226.

29. Veglia F., Gabrilovich D.I. Dendritic cells in cancer: the role revisited. Curr. Opin. Immunol., 2017, Vol. 45, pp. 43-51.

30. Xie J., Lin Y.K., Wang K., Che B., Li J.Q., Xu X., Han F., Liang D.H. Induced immune tolerance of autoantigen loaded immature dendritic cells in homogenic lupus mice. Genet. Mol. Res., 2014, Vol. 13, no. 1, pp. 1251-1262.

31. Yan F., Cai L., Hui Y., Chen S., Meng H., Huang Z. Tolerogenic dendritic cells suppress murine corneal allograft rejection by modulating CD28/CTLA-4 expression on regulatory T cells. Cell. Biol. Int., 2014, Vol. 38, no. 7, pp. 835-848.

32. Zhang H., Xie Y., Li W., Chibbar R., Xiong S., Xiang J. CD4(+) T cell-released exosomes inhibit CD8(+) cytotoxic T-lymphocyte responses and antitumor immunity. Cell. Mol. Immunol., 2011, Vol. 8, no. 1, pp. 23-30.

33. Zhang L., Xia C.Q. PD-1/PD-L1 Interaction maintains allogeneic immune tolerance induced by administration of ultraviolet B-irradiated immature dendritic cells. J. Immunol. Res., 2016, 2419621. doi: 10.1155/2016/2419621.