ОПРЕДЕЛЕНИЕ МИКРОВЕЗИКУЛ, ОБРАЗУЕМЫХ NK-КЛЕТКАМИ, МЕТОДОМ ПРОТОЧНОЙ ЦИТОФЛУОРИМЕТРИИ

В результате активации и/или апоптоза клетки могут образовывать микровезикулы (MB) размером от 100 нм до 1000 нм. В настоящее время все больше внимания уделяется детекции и оценке динамики содержания МВ лейкоцитарного происхождения. В этой связи большой интерес представляет определение МВ, образуемых NK-клетками, основной функцией которых является индукция апоптоза вирус-инфицированных и опухолевых клеток. В настоящее время нет прямых свидетельств о способности NK-клеток продуцировать МВ. Целью настоящей работы явилась оценка содержания МВ NK-клеток при помощи метода высокоточной проточной цитофлуориметрии. Установлено, что с помощью метода высокоточной проточной цитофлуориметрии возможно выявление МВ размером от 200 нм до 1000 нм, образуемых NK-клетками. Показано, что инкубация NK-клеток в присутствии TNFα не влияла на относительное количество МВ, однако приводила к повышению интенсивности экспрессии CD95 на МВ. Таким образом, метод высокоточной проточной цитофлуориметрии может быть использован для определения МВ и их фенотипа. 

1. Agouni A., Ducluzeau P. H., Benameur T., Faure S., Sladkova M., Duluc L., Leftheriotis G., Pechanova O., Delibegovic M., Martinez M.C., Andriantsitohaina R. Microparticles from patients with metabolic syndrome induce vascular hypo-reactivity via Fas/Fas-ligand pathway in mice. PLoS ONE, 2011, Vol. 6, no. 11, e27809. doi: 10.1371/journal.pone.0027809.

2. Albanese J., Meterissian S., Kontogiannea M., Dubreuil C., Hand A., Sorba S., Dainiak N. Biologically active Fas antigen and its cognate ligand are expressed on plasma membrane-derived extracellular vesicles. Blood, 1998, Vol. 91, no. 10, pp. 3862-3874.

3. Camussi G., Deregibus M.C., Bruno S., Grange C., Fonsato V., Tetta C. Exosome/microvesicle-mediated epigenetic reprogramming of cells. Am. J. Cancer Res., 2011, Vol. 1, no. 1, pp. 98-110.

4. Diehl P., Fricke A., Sander L., Stamm J., Bassler N., Htun N., Ziemann M., Helbing T., El-Osta A., Jowett J.B., Peter K., Microparticles: major transport vehicles for distinct microRNAs in circulation. Cardiovasc. Res., 2012, Vol. 93, no. 4, pp. 633-644.

5. Gelderman M.P., Simak J. Flow cytometric analysis of cell membrane microparticles. Methods Mol. Biol., 2008, Vol. 484, pp. 79-93.

6. Gyorgy B., Szabo T. G., Pasztoi M., Pal Z., Misjak P., Aradi B., Laszlo V., Pallinger E., Pap E., Kittel A., Nagy G., Falus A., Buzas E. I. Membrane vesicles, current state-of-the-art: emerging role of extracellular vesicles. Cellular and Molecular Life Sciences, 2011, Vol. 68, no. 16, pp. 2667-2688.

7. Jayachandran M., Litwiller R.D., Owen W.G., Heit J.A., Behrenbeck T., Mulvagh S.L., Araoz P.A., Budoff M.J., Harman S.M., Miller V.M. Characterization of blood borne microparticles as markers of premature coronary calcification in newly menopausal women. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2008, Vol. 295, no. 3, pp. H931-H938.

8. Mause S.F., Weber C. Microparticles: protagonists of a novel communication network for intercellular information exchange. Circ. Res., 2010, Vol. 107, no. 9, pp. 1047-1057.

9. Mikhailova V.A., Ovchinnikova O.M., Zainulina M.S., Sokolov D.I., Selkov S.A. Detection of microparticles of leukocytic origin in the peripheral blood in normal pregnancy and preeclampsia. Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 2014, Vol. 157, no. 6, pp. 721-727.

10. Roos M.A., Gennero L., Denysenko T., Reguzzi S., Cavallo G., Pescarmona G.P., Ponzetto A. Microparticles in physiological and in pathological conditions. Cell Biochemistry and Function, 2010, Vol. 28, no. 7, pp. 539-548.

11. Sokolov D.I., Ovchinnikova O.M., Korenkov D.A., Viknyanschuk A.N., Benken K.A., Onokhin K.V., Selkov S.A. Influence of peripheral blood microparticles of pregnant women with preeclampsia on the phenotype of monocytes. Transl. Res., 2016, Vol. 170, pp. 112-123.

12. van der Pol E., Coumans F.A., Grootemaat A.E., Gardiner C., Sargent I.L., Harrison P., Sturk A., van Leeuwen T.G., Nieuwland R. Particle size distribution of exosomes and microvesicles determined by transmission electron microscopy, flow cytometry, nanoparticle tracking analysis, and resistive pulse sensing. J. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 12, no. 7, pp. 1182-1192.

13. Xu R., Greening D.W., Zhu H.J., Takahashi N., Simpson R.J. Extracellular vesicle isolation and characterization: toward clinical application. J. Clin. Invest., 2016, Vol. 126, no. 4, pp. 1152-1162.